**摘要**
本研究探讨了菊芋（Cynara scolymus）叶提取物（ALE）在缓解奈乐鱼（Oreochromis niloticus）因暴露于氯氰菊酯（DLM）而引发的多方面生理紊乱方面的潜在作用。在确定亚致毒性阈值后，将鱼分为四组实验组：对照组、暴露于DLM的组（0.0014 mg/L）、同时给予DLM和2.00% ALE的组以及仅给予ALE的组。在为期30天的喂养试验期间，对生长动力学、血液学特征、血清生化和器官组织病理学进行了全面评估。结果发现，DLM暴露导致生长显著受阻，表现为体重增加受到抑制和饲料利用率降低（p < 0.05）。红细胞（RBC）、血红蛋白（Hb）和红细胞压积（HCT）等血液学指标显著下降，而仅暴露于DLM的组中，葡萄糖、胆固醇以及ALT、AST和ALP等肝脏酶的血清标志物显著升高。此外，组织病理学检查证实DLM引发了肝脏、鳃和脑组织的结构损伤。相比之下，补充2.00% ALE显著减轻了这些毒性影响，有助于维持生理平衡，增强了抗氧化防御系统（TAS、SOD、CAT和GPx），并降低了脂质过氧化（MDA）水平。这些发现表明，菊芋叶提取物作为功能性饲料添加剂具有良好潜力，能够有效对抗杀虫剂引起的氧化应激和水产养殖系统中的组织退化。
**引言**
全球对食品需求的迅速增长提高了水产养殖业的重要性，该行业是动物蛋白来源中最可持续的生产模式。水产养殖不仅涉及海洋和淡水产品的生产，在经济发展、粮食安全和就业方面也具有重要战略意义。根据联合国粮农组织（FAO）2022年的数据，水产养殖是增长最快的食品产业之一。奈乐鱼（Oreochromis niloticus）由于其生长速度快、耐环境压力强、饲料成本低和市场需求高，在发达国家和发展中国家均被广泛养殖（El-Sayed 2006；Çelik et al. 2024）。2022年，全球奈乐鱼产量达到530万吨，成为仅次于草鱼的第二大养殖鱼类（FAO 2024）。
由于传统水产养殖系统使用的开阔水域容易受到农业活动带来的化学污染，养殖物种可能接触到农药残留。氯氰菊酯作为一种拟除虫菊酯类农药，在农业区广泛应用，当其进入地表水后会対水生生物产生毒性作用（Köprücü和Aydın 2004；Gewaily et al. 2021）。由于其亲脂性和在环境水中的溶解度低，氯氰菊酯会在鱼体内积累，导致氧化应激、生长迟缓、血液学变化和组织损伤等多方面生理病理障碍（Amin和Hashem 2012；Ullah et al. 2019）。鱼体内氧化应激的基本机制在于活性氧（ROS）的产生增加，以及参与这些物质解毒的抗氧化酶（如超氧化物歧化酶SOD、过氧化氢酶CAT和谷胱甘肽过氧化物酶GPx）的功能下降。这种平衡的破坏会导致脂质过氧化加剧，进而产生丙二醛（MDA），损害细胞膜（El-Sayed和Saanad 2008）。使用饲料添加剂是应对水产养殖面临挑战的有效方法（Öz, 2018, 2019；Ahmadifar et al. 2021；Öz et al. 2018；Öz和Inanan 2025）。为了提高鱼类产量和保持其健康，水产养殖业使用多种天然植物添加剂来促进生长、增强免疫功能和抗氧化能力（Inanan et al. 2021；Ahmadifar et al. 2021；Acar et al. 2019）。基于植物的功能性添加剂补充剂可能为缓解水传播农药造成的损害提供替代性和自然的解决方案（Tok et al. 2025；Öz et al. 2024a, 2024b）。菊芋（Cynara scolymus）叶提取物因其含有绿原酸、黄酮类和酚类化合物而具有较高的抗氧化能力（Vamanu et al. 2011）。该提取物具有抗炎、保护肝脏和增强免疫力的作用，对保护鱼类健康具有潜在益处（Esen et al. 2025；Shohreh et al. 2025；Esen 2024；Elsayyad et al. 2024；Salem et al. 2017）。
菊芋是天然生物活性化合物（尤其是酚类和黄酮类）的公认来源。菊芋叶提取物（ALE）的生物活性主要归因于其特有的酚类成分，如咖啡酰奎宁酸（如咖啡酰奎宁酸和绿原酸）以及黄酮类（如木犀草素和芹菜素）。这些化合物通过有效清除活性氧（ROS）和调节内源性抗氧化防御系统，展现出出色的抗氧化、保护肝脏和抗炎作用（Ayuso et al. 2024；Gil-Martínez et al. 2025；Zuccolo et al. 2025）。本研究使用标准化商业水溶性菊芋叶提取物来评估其对奈乐鱼因农药中毒所引起的毒性作用的保护效果。通过多维度分析生长动力学、血液生化特征和氧化应激标志物，并对重要器官进行详细的组织病理学评估，旨在阐明菊芋的保护机制。研究结果有望为将生物活性植物提取物作为功能性饲料成分提供重要见解，最终有助于开发旨在改善受农药影响的水产养殖系统中鱼类健康和适应力的可持续营养策略。尽管已有研究探讨了植物缓解剂的作用，但本研究的创新之处在于其综合多生物标志物的分析方法，特别是研究了菊芋在奈乐鱼毒性模型中对神经和肌肉组织退化方面的保护作用。
**材料与方法**
本研究在“Çukurova大学水生脊椎动物实验地方伦理委员会”于2024年5月7日批准的伦理许可框架内进行，并遵循该委员会的原则。实验对象为240条平均活体重为87.66 ± 2.08 g的奈乐鱼，这些鱼来自Çukurova大学渔业学院Nazmi Tekelioğlu淡水渔业生产和研究站。实验分为两个阶段：首先使用分析级纯氯氰菊酯（PESTANAL®，Sigma-Aldrich，CAS 52918–63-5）配制暴露实验所需的储备溶液；通过将140 mg氯氰菊酯溶解在10 mL 100%丙酮中制备初始储备溶液，浓度为14 mg/mL，然后通过加氧水稀释至所需暴露浓度。所有暴露罐中的最终丙酮浓度均低于0.01%（体积/体积），这一浓度被认为对鱼类无毒，并符合标准的水生毒性测试方案（OECD 2025）。因此，无需单独设立溶剂对照组，因为所有暴露组中的浓度保持一致。首先使用probit分析法确定96小时LC50值为0.028 mg/L。为此，将120条鱼分配到六个不同浓度的氯氰菊酯组（0.00、0.01、0.02、0.04、0.08和0.16 mg/L）。随后进行的喂养试验中，使用低于LC50值一半浓度的氯氰菊酯。LC50测试在50 L的水族箱中使用静态更新系统进行。为保持浓度稳定并减少光降解，每24小时更换一次存储在避光容器中的储备溶液。在整个96小时期间，持续向水族箱供氧，并每天三次监测鱼的死亡率，死亡的鱼立即移除。在急性暴露阶段，鱼不喂食。
研究采用完全随机设计（CRD），将鱼随机分配到每个治疗组，每个组有三个重复实验罐。喂养阶段在80 L的水族箱中进行，每个水族箱含有10条鱼，每个处理组重复三次。每个实验组共使用30条鱼。所有水族箱的温度使用Eheim 100 W恒温器维持在25°C。实验组分别标记为G1（对照组）、G2（菊芋组）、G3（氯氰菊酯组）和G4（氯氰菊酯+菊芋组，见表1）。为了消除与实验罐相关的影响，从每个处理组的所有重复实验罐中选取样本进行血液学、血清生化和氧化应激及组织病理学分析。
**试验饲料的制备和喂养方案**
基础饲料为商业颗粒状的奈乐鱼饲料（Hem Yem，土耳其Gaziantep），干物质基础上的粗蛋白含量为39%、粗脂质含量为6.7%、粗纤维含量为4.30%、粗灰分含量为6.79%。该饲料既作为对照饲料，也作为添加菊芋叶提取物的实验饲料的基础。实验中使用的菊芋叶水提取物由一家商业公司（Immunat；TR-48-K-019618）提供。实验中，将2.00%的菊芋叶水提取物通过喷雾方法加入鱼饲料中（Esen 2024）。实验饲料每次制备200 g，提取物均匀地喷涂在颗粒上。为确保所有组的一致性，对照饲料（G1和G3）也喷洒等量的蒸馏水（不含提取物），而添加了ALE的饲料（G2和G4）则添加了2.00%的菊芋叶水提取物。在手动混合饲料颗粒的同时将提取物（或对照用水）喷洒在其上，确保均匀覆盖，然后室温下风干后喂食。由于提取物的添加量很少（2.00%），基础饲料的近似成分在所有实验组间保持统计一致，从而确保观察到的效应不受宏量营养素摄入变化的影响。为确保ALE中生物活性酚类化合物的稳定性，风干的实验饲料在整个30天试验期间储存在密闭、避光的容器中，温度控制在4°C。虽然未对ALE进行批次特定的化学分析，但使用了制造商保证包含关键成分（如咖啡酰奎宁酸和绿原酸）的标准商业提取物，以确保实验的可重复性。
实验结束后，重新测量实验组鱼的质量，并从第二天开始喂食实验饲料。实验开始时，鱼被喂食相当于其体重2%的固定剂量，以确保初始适应阶段的标准化摄入量和环境稳定性。从第二周开始，调整喂养方式，改为自由采食，以评估在实验条件下的最大生长潜力和自愿摄食量。在为期30天的试验期间，鱼每天在09:30和18:00喂食两次。使用数字温度计定期在上午和晚上检查水族箱中的水温。此外，还定期检查曝气石，以确保整个水箱内的空气均匀分布。通过持续曝气，溶解氧浓度保持在6.5–7.5 mg/L之间，并在喂食后每天使用OxyGuard®氧计量仪进行测量。饲养水的pH值在7.3到7.8之间。总体而言，定期监测水质参数，以确保实验条件的稳定性。
### 鱼类生长参数的测量
初始体重（IW）、中间测量值和最终体重（FW）分别使用精确度达到0.1克的KERR品牌电子天平进行测量，并使用以下公式来评估实验中的生长表现和饲料数据：
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### 血液采样和血液学参数的测量
在采血前，鱼会被禁食24小时，以避免餐后对血液学和生化参数的影响。使用装有30G针头的1 mL注射器从鱼的尾静脉采集血液样本。采集的样本立即转移到含有K3EDTA的0.5 mL试管中用于血液学分析，或转移到不含抗凝剂的试管中用于血清分离。不含抗凝剂的样本在制冷离心机中以1200 X g的速度离心15分钟以获得血清，然后将其储存在-80°C下，以便后续进行生化和氧化应激分析。
血液学分析在Aksaray大学胚胎转移中心使用MS4S品牌的血液计数设备进行。在分析之前，将设备获得的尼罗罗非鱼血液结果与手动方法（Blaxhall和Daisley 1973）获得的数据进行比较，并对设备进行校准。自动化血液学分析的整合以及尼罗罗非鱼标准血液指标的使用是根据既定协议进行的，以确保方法学的准确性。此外，这些血液学参数的验证遵循了Fazio（2019）描述的全面框架。在这些分析的范围内，评估了红细胞（RBC）、血红蛋白（Hb）、红细胞比容（Hct）、平均红细胞体积（MCV）、平均红细胞血红蛋白（MCH）和平均红细胞血红蛋白浓度（MCHC）等参数。为了确保方法学的严谨性并保持实验单元（水箱）的一致性，血液学分析是在每个处理的九条鱼（每个重复水箱三条鱼）的样本上进行的，结果被平均以代表水箱级别的重复数据（n = 3每个组），然后在统计分析之前使用。
### 生化参数的测定
ALP（碱性磷酸酶）、AST（天冬氨酸氨基转移酶）、ALT（丙氨酸氨基转移酶）、TP（总蛋白）、TRG（甘油三酯）、Cho（胆固醇）和Glu（葡萄糖）作为血清生化参数进行分析。使用自动生化设备（MINDRAY-BS400）进行生化参数的分析（Tok et al. 2025）。为了确保与实验单元的一致性，生化指标是从每个处理的九条鱼（每个重复水箱三条鱼）中测量的，并且数值被平均以代表水箱级别的重复数据（n = 3每个组），然后在统计分析之前使用。
### 氧化应激参数
从鱼的血样中提取的血清用于分析TAS（总抗氧化状态）、TOS（总氧化剂状态）、SOD（超氧化物歧化酶）、CAT（过氧化氢酶）、GPx（谷胱甘肽过氧化物酶）和MDA（丙二醛）。
TAS（总抗氧化状态）水平使用Relassay（商品编号：RL0017）品牌的商业试剂盒进行测量（Erel 2004）。TOS（总氧化剂状态）水平使用Relassay（商品编号：RL0024）品牌的商业试剂盒进行测量（Erel 2005）。TOS与TAS的比率被视为氧化应激指数（OSI）。计算得到的TAS单位转换为μmol/L，OSI值根据以下公式计算：
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OSI = \frac{TOS (\mumol H2O2 \text{equivalent/L)}{TAS (\mumol Trolox \text{equivalent/L)} (Yumru et al 2009; Kösecik et al. 2005; Harma et al. 2003)
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氧化应激指数（OSI）计算为总氧化剂状态（TOS）与总抗氧化能力（TAC）的比率，并表示为任意单位（AU）。虽然一些研究将OSI表示为百分比（×100），但本研究使用了直接比率方法，因为这两种方法在数学上是等价的。
丙二醛（MDA）水平是根据Alak等人（2020）的研究方法确定的。超氧化物歧化酶（SOD）的活性通过在光线下超氧阴离子（O₂-）和硝基蓝四唑（NBT）之间的还原反应在560 nm波长下进行光谱测量（Sun et al. 1988）。过氧化氢酶（CAT）活性的测量；将样品与1 mL H2O2（50 mM）混合并在37°C下反应1分钟。然后加入1 mL钼酸盐以终止反应，形成含有H2O2残留物的黄色复合物。最后，使用微孔板读取器在405 nm处测量该复合物的UV-Vis吸光度（Cheng et al. 2020）。
谷胱甘肽过氧化物酶（GPx）活性的测量；谷胱甘肽过氧化物酶（GPx）催化谷胱甘肽的氧化。在谷胱甘肽（GSSG）的存在下，它通过NADPH的同时氧化立即转化为还原形式。GPx活性通过340 nm处的吸光度变化（3分钟内读数下降）进行测量（Paglia和Valentine 1967；Prohaska和Ganther 1977；Kraus和Ganther 1980）。
氧化应激参数是根据每个实验组（每个重复水箱三条鱼）收集的血清样本确定的。为了与实验单元保持一致，同一水箱内的鱼的值被平均，所有统计比较都是基于水箱级别的重复数据（n = 3每个组）进行的。
### 组织病理学方法
在安乐死后，从每条鱼的右侧和左侧第二鳃弓、中央肝叶、整个大脑和背肌（背侧区域）收集特定的组织样本。这些组织在0.1 M磷酸盐缓冲的甲醛溶液（pH 7.4）中固定。修剪组织边缘后，将样本在缓慢流动的自来水下冲洗24小时。随后，通过逐步增加的乙醇系列（70%、80%、90%、96%和100%）进行脱水，每个步骤持续60分钟。然后将组织用二甲苯清洗，并用二甲苯-石蜡浸润30分钟。在包埋之前，样本依次在软石蜡（46–48°C）中保持15分钟，在硬石蜡（56–58°C）中保持30分钟，使用Leica EG 1150 H包埋机。使用Leica RM2125旋转切片机获得4 µm厚的切片。这些切片用Hematoxylin–Eosin（H&E）技术染色，脱水，然后用Entellan（Merck）固定在玻璃载玻片上。使用Leica DM-750光学显微镜进行显微镜检查，并根据Culling等人（2014）的标准记录识别出的病变的数字图像。为了确保无偏评估，载玻片由病理学家在不知道处理组的情况下盲目编码和检查。对于每个实验组，处理了九条鱼的组织样本，并评估每个重复水箱三条鱼的结果，以代表水箱级别的组织学特征（n = 3每个组）。
### 统计分析
在统计分析之前，使用Kolmogorov–Smirnov检验测试数据的正态性，并使用Levene检验测试方差的同质性。采用双因素方差分析（ANOVA）来评估菊芋叶提取物（ALE；0%和2%）和溴氰菊酯（Delta；0和LC₅₀/20）的主要效应及其交互作用（ALE × Delta）。当检测到显著交互作用（p < 0.05）时，使用Tukey’s HSD事后检验评估处理组合之间的差异。对于没有显著交互作用的变量，独立解释主要效应，以避免过度解释生物交互作用。显著性水平设定为p < 0.05。实验遵循完全随机设计，每个处理有三个重复水箱，水箱被视为实验单元。为了确保方法学的严谨性并严格避免伪重复，每个重复水箱中采样的三条鱼的数据（用于血液学、生化和氧化应激）在统计分析之前被平均。因此，所有参数都是使用水箱级别的重复数据（n = 3每个处理）进行分析的。
### 结果与讨论
### 鱼类的生长参数
双因素ANOVA显示，菊芋叶提取物（ALE）和溴氰菊酯暴露对所有生长性能参数都有显著的主要效应（p < 0.001；表2）。表2显示了在溴氰菊酯（Delta）暴露下喂食添加了菊芋叶提取物（ALE）的尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的生长性能。全尺寸表格
单独的溴氰菊酯暴露（G3）导致生长显著减缓，表现为体重增加、特定生长率（SGR）和饲料利用效率降低，与对照组相比（p < 0.05）。特别是饲料利用指数（FCR和PER）检测到显著的ALE × Delta交互作用，表明膳食ALE对饲料效率的保护作用受到毒性压力存在的统计调节（p < 0.05）。相比之下，对于体重增加和SGR等参数，没有观察到显著交互作用（p > 0.05），ALE和溴氰菊酯都表现出独立的主要效应。因此，在溴氰菊酯暴露下接受2% ALE的鱼（G4）表现出显著改善的生长性能，相对于G3。值得注意的是，ALE的补充不仅减轻了溴氰菊酯引起的生长抑制，还有效恢复了最终体重和生长参数，达到了并显著超过了对照组（G1）的水平，显示出完全的生理恢复和促进生长的效果（p < 0.05）。
### 鱼类的血液学参数
尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）在30天生长试验后的血液学特征总结在表3中。双因素ANOVA显示，膳食ALE补充和溴氰菊酯（DLM）暴露显著影响了鱼的血液学状态（p < 0.05）。Hb、Hct、MCV、MCH和MCHC观察到了高度显著的交互效应（pInt < 0.01），统计证实ALE对这些参数的缓解效果受到农药诱导的压力存在的具体调节。相比之下，对于红细胞计数（RBC计数），交互效应不显著（p = 0.623），膳食ALE和DLM暴露表现出独立的主要效应。表3显示了在溴氰菊酯（Delta）暴露下喂食添加了菊芋叶提取物（ALE）的尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的血液学反应。全尺寸表格
仅DLM组（G3）记录了红细胞（1.43 ± 0.01 × 10⁶/mm³）、Hb（10.88 ± 0.31 g/dL）和Hct（40.52 ± 1.18%）的显著减少，表明造血系统受到抑制。而G4组中ALE的补充通过其独立的主要效应整体改善了红细胞水平，Hb和Hct值显著恢复到对照组水平（分别为14.33 ± 0.26 g/dL和44.22 ± 0.66%），这一结果得到了ALE × DLM交互作用的统计支持。此外，DLM暴露显著改变了红细胞指数；G3组显示出最高的MCV和最低的MCHC值（p < 0.05）。这些干扰在添加了ALE的组中得到了显著中和，特别是在G4组中，这些指数与对照组（G1）相当。这些结果表明，菊芋叶提取物中的生物活性酚类化合物稳定了红细胞膜的完整性，并抵消了溴氰菊酯的溶血影响。
### 鱼类的氧化应激参数
尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）在30天生长试验结束时的氧化应激参数显示在表4中。双因素ANOVA显示，膳食ALE补充和溴氰菊酯暴露显著影响了鱼的氧化状态（p < 0.001）。值得注意的是，MDA、TOS、OSI、CAT和GPx的显著交互效应（p < 0.05）表明ALE对溴氰菊酯诱导的氧化损害的缓解效果受到处理组合的具体调节。相反，对于TAS和SOD活性，没有观察到显著交互作用（p > 0.05），ALE和溴氰菊酯对抗氧化谱系分别表现出独立的主要效应。表4显示了在溴氰菊酯（Delta）暴露下喂食添加了菊芋叶提取物（ALE）的尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的氧化应激反应。全尺寸表格
在溴氰菊酯处理的G3组中记录了氧化应激标记物的显著变化。虽然抗氧化酶活性（SOD、CAT和GPx）和总抗氧化状态（TAS）在G3组中显著下降，但丙二醛（MDA）水平显著增加（p < 0.05），表明脂质过氧化增加和氧化平衡受到破坏。有趣的是，总氧化剂状态（TOS）和氧化应激指数（OSI）在G3组中低于对照组。
相比之下，在添加了ALE的G4组中，氧化应激谱显著改善。在这个组中，CAT和GPx活性的显著恢复，以及与G3组相比MDA水平的降低，得到了显著的交互效应的支持（p < 0.05）。在G4组中，TAS和SOD水平也显示出改善，但这些变化主要是由提取物和毒物的独立主效应驱动的。这些发现表明，洋蓟提取物可以调节抗氧化防御系统，以对抗溴氰菊酯暴露引起的系统性氧化应激。尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的血清生化参数受到饮食中添加的洋蓟提取物（ALE）和溴氰菊酯暴露的显著影响（p < 0.001；表5）。根据双向ANOVA结果，几乎所有参数（包括ALP、AST、葡萄糖、胆固醇、总蛋白和甘油三酯）都观察到了显著的交互作用（p < 0.05），这表明ALE特异性地调节了溴氰菊酯引起的代谢和肝脏功能障碍。然而，对于ALT活性，没有观察到显著的交互作用（p = 0.849），表明ALE和溴氰菊酯对这个特定的肝酶具有独立的主效应。单独暴露于溴氰菊酯（G3）导致肝酶活性（AST、ALT和ALP）显著升高，这些酶是肝脏压力和细胞损伤的关键指标。此外，G3组还记录了显著的高血糖（葡萄糖）和高血脂（胆固醇和甘油三酯）反应，以及总蛋白（TP）水平的显著降低。相比之下，饮食中添加2%的洋蓟提取物（G4）显著减轻了这些生化损伤。在G4组中，AST、ALP、葡萄糖和胆固醇水平显著降低到对照值，这一结果得到了ALE × Delta交互作用的统计学支持。虽然G4组中ALT水平也得到了有效降低，但这种改善是由提取物和毒物的独立主效应驱动的，而不是协同作用。这些发现统计上证实了洋蓟叶提取物对对抗拟除虫菊酯引起的系统性毒性的强大肝保护作用和代谢调节作用。
基于实验组中病变的存在和严重程度，对组织病理学改变进行了定性评估（表6）。光学显微镜检查显示尼罗罗非鱼的鳃、肝脏、大脑和肌肉组织有明显的结构变化，其中鳃和肝脏结构受损最严重。在对照组（G1）中，初级和次级鳃片表现出标准的组织学结构，没有检测到病变。然而，G3组中的溴氰菊酯暴露引起了严重的病理变化，包括上皮脱落、广泛的水肿、增生和鳃片融合。虽然G2组主要表现出正常结构，只有微小的变化，但添加了ALE的G4组显示出鳃完整性的显著恢复。G4组的鳃只显示了轻微的病变，其结构外观与对照组非常相似。G1组鱼的肝组织具有正常的肝细胞形态、明确的窦状空间和完整的胰腺外分泌腺泡。相比之下，G3组表现出严重的肝毒性，表现为广泛的水肿和空泡变性、窦状空间扩张以及显著的局部出血。而G2组的肝脏切片显示出正常的组织学特征，只有轻微的窦状充血，但在G4组中添加ALE显著减轻了这些由溴氰菊酯引起的损伤。G4组的肝切片显示出最小的组织病理学损伤，证实了洋蓟提取物的肝保护作用，这与最近关于天然添加剂在罗非鱼中保护作用的研究结果一致。G1、G2和G4组的肌肉组织保持了正常的组织学排列，纤维完整。然而，G3组表现出明显的肌肉萎缩，这是毒物暴露引起的代谢压力的典型迹象。同样，对照组的脑组织在组织学上看起来正常。G3组中的溴氰菊酯暴露导致髓鞘内水肿和神经组织内的出血灶。值得注意的是，在添加了ALE的组中，这些神经和肌肉退化几乎不存在，这进一步强调了洋蓟叶提取物对抗拟除虫菊酯引起的组织损伤的系统保护潜力。
本研究表明，溴氰菊酯暴露显著抑制了尼罗罗非鱼的生长表现，表现为体重增加和特定生长率（SGR）的显著减少，以及饲料转化率（FCR）的增加。这种生长抑制可能源于解毒拟除虫菊酯的代谢成本，使能量从生长转向生存机制。这些发现得到了Eli等人（2025年）和Li等人（2025年）的最新毒理学评估的强有力支持，他们报告说溴氰菊酯及相关拟除虫菊酯会导致水生生物的系统性代谢紊乱，直接损害生长。在G4组中添加2%的洋蓟叶提取物（ALE）有效地减轻了溴氰菊酯的不利影响，使生长参数恢复到对照水平。这一改善与Shohreh等人（2025年）和Esen等人（2025年）的研究结果一致，他们共同证明洋蓟提取物显著增强了尼罗罗非鱼的生长表现、消化酶活性和营养吸收。具体来说，Shohreh等人（2025年）观察到ALE在环境压力下促进了与生长相关的基因表达，并提高了抗氧化能力。同样，Esen等人（2025年）确认Cynara scolymus中的生物活性化合物支持代谢效率并提高了饲料利用率，这解释了本研究中观察到的体重增加和饲料转化率（FCR）的优化。这些发现表明，富含酚类和黄酮类化合物的洋蓟提取物具有功能性代谢增强作用，有效中和了水生污染物的抑制生长效果。此外，Öz等人（2025年）的最新研究进一步证明了使用天然饲料添加剂来对抗这种物种的化学诱导生长抑制的有效性，他们发现饲料中添加的Nigella sativa油成功逆转了除草剂二嗪酮的抑制生长效果。此外，Öz等人（2026年）强调了更广泛的生理趋势，即天然植物补充剂作为强大的代谢稳定剂，保护尼罗罗非鱼免受各种水生污染物（如硼酸）的伤害。因此，我们ALE组中观察到的恢复表明，洋蓟丰富的酚类成分优化了能量分配并增强了恢复力，为污染水生养殖环境中维持鱼类生产力提供了可持续策略。
在当前研究中，暴露于溴氰菊酯的G3组中，基本血液学参数（包括红细胞计数（RBC）、血红蛋白（Hb）和血细胞比容（HCT）显著下降。这些结果与David等人（2015年）和Gewaily等人（2021年）报告的血液学毒性发现一致，证实拟除虫菊酯通过抑制造血系统引起贫血。红细胞指数的这种恶化不可避免地导致携带氧的能力降低，可能导致鱼组织中的系统性缺氧。这种毒理学模式得到了Öz等人（2025年）的最新研究的进一步证实，他们表明农药暴露导致尼罗罗非鱼的红细胞生成受到显著抑制。相比之下，添加了ALE的G4组中这些参数显著恢复，红细胞值接近对照水平。这种改善与Esen等人（2025年）和Shohreh等人（2025年）的研究结果一致，他们报告说Cynara scolymus提取物稳定了红细胞指数并增强了尼罗罗非鱼在化学和环境压力下的生理恢复力。此外，Öz等人（2026年）最近强调，富含天然抗氧化剂的补充剂可以通过保护红细胞膜免受氧化损伤来对抗与血液相关的毒性。因此，我们研究中ALE的恢复能力可归因于其中高浓度的酚类化合物，这些化合物具有强大的抗氧化和抗炎作用，从而中和了溴氰菊酯的血液毒性影响。鱼的生化谱是监测有毒压力下生理变化和器官健康的重要指标。在当前研究中，溴氰菊酯暴露（G3）导致血清葡萄糖、胆固醇和肝酶活性（AST、ALT和ALP）显著增加。这种高血糖和高血脂反应可以归因于能量储备的动员，以应对农药引起的压力增加带来的能量需求。这些发现得到了Kumari和Mishra（2025年）的强有力支持，他们证明溴氰菊酯显著破坏了酶的平衡，特别是影响碱性和酸性磷酸酶，导致鱼的代谢不稳定。此外，我们研究中AST和ALT水平的升高表明肝细胞损伤，这一现象最近得到了Li等人（2025年）的证实，他们报告说溴氰菊酯导致日本比目鱼的严重肝损伤和代谢紊乱。另一方面，在G4组中添加2%的洋蓟叶提取物（ALE）显著稳定了这些生化参数，使葡萄糖和酶水平接近对照值。ALE的这种肝保护和代谢调节作用与Rabea等人（2025年）的最新发现一致，他们观察到天然有机酸化剂可以减轻尼罗罗非鱼中溴氰菊酯引起的全身性紊乱。洋蓟提取物的恢复能力可能源于其丰富的酚类成分，正如Eroğlu等人（2026年）在类似的天然抗氧化剂研究中指出的，它有助于维持酶的稳态并保护器官免受拟除虫菊酯的毒性。因此，这些结果表明ALE作为一种强大的代谢稳定剂，对抗了Eli等人（2025年）在毒理学模型中描述的酶泄漏和代谢变化。在研究的氧化应激参数评估中，G3组暴露于溴氰菊酯时，MDA水平显著增加，抗氧化酶活性（如SOD、CAT和GPx）显著下降。这些发现与先前的报告一致，这些报告表明农药通过增加活性氧（ROS）的产生来削弱抗氧化防御机制。最近，Wu等人（2025年）通过证明溴氰菊酯通过调控Nrf2介导的途径在鱼体内引发系统性氧化应激，进一步证实了这一机制。同样，Eroğlu等人（2026年）报告说溴氰菊酯暴露导致必需的抗氧化酶（如对氧磷酶和芳酯酶）的显著抑制。然而，在添加了洋蓟叶提取物（ALE）的G4组中，抗氧化酶活性显著增加，MDA水平显著下降。这表明ALE为抗氧化系统创建了一个强大的保护屏障，并在细胞水平上抑制了氧化损伤。这种恢复效果在最近使用天然抗氧化剂对抗拟除虫菊酯毒性的研究中得到了体现；例如，Wu等人（2025年）证明抗氧化剂补充可以逆转溴氰菊酯引起的氧化损伤，Eroğlu等人（2026年）强调了天然富含酚类的添加剂在恢复氧化平衡方面的有效性。这些结果得到了Elsayyad等人（2024年）的支持，他们报告说Cynara scolymus提取物支持抗氧化防御系统对抗化学诱导的压力源。ALE中的酚类化合物与鱼体内在防御机制之间的协同作用可能提供了我们研究中观察到的整体保护，有效中和了Kumari和Mishra（2025年）描述的代谢紊乱。有趣的是，G3组（暴露于溴氰菊酯）的总氧化剂状态（TOS）和氧化应激指数（OSI）低于对照组。虽然这乍看之下似乎矛盾，但它可能归因于抗氧化防御系统的强大补偿反应。正如我们的结果所示，溴氰菊酯暴露引发了内源性抗氧化酶的强烈动员，特别是SOD和GPx。虽然急性暴露研究（如Amin和Hashem（2012年）进行的48小时和Ullah等人（2019年）进行的96小时研究）通常报告氧化剂状态的立即增加和防御的耗竭，但我们的30天亚慢性发现表明过渡到了一个 hormetic 阶段。这种大量的酶动员似乎有效地隔离并中和了活性氧（ROS），在最终采样点将可测量的总氧化剂负荷（TOS）降低到基线水平以下。这种过度补偿机制，其中生物体的清除能力暂时超过了氧化剂的产生速率，作为生存策略，与Nile tilapia在长期农药压力下的代谢应激模式（El-Sayed和Saad 2008）一致。鱼的鳃执行呼吸、渗透调节和酸碱平衡等重要功能。这些复杂的结构在水和鱼之间提供有效的气体交换。由于它们较大的表面积，它们能够调整离子水平，使鱼能够在变化的环境条件下生存（Santos等人2019年）。农药是水生生态系统中的重要污染物之一，它们可以导致鳃组织出现各种组织病理学病变和结构变化，这些变化直接关系到水生生物的呼吸功能受损。鱼类鳃部在接触农药后最常见的组织病理学变化之一是上皮细胞脱落。这种变化表现为上皮细胞与下层组织分离，导致呼吸效率下降和组织敏感性增加（Velmurugan等人，2009年）。同样，Okogwu等人（2022年）在研究非洲鲶鱼（Clarias gariepinus）时也报告了鳃结构的显著紊乱和破碎，研究表明接触农业农药破坏了鳃组织的形态，并可能加剧了呼吸问题（Okogwu等人，2022年）。然而，特定的组织病理学发现（如上皮细胞增生、坏死和鳃片融合）的存在表明，对气体交换至关重要的呼吸表面积受到了负面影响（Shah和Parveen，2022年）。鳃结构的这种退化与呼吸功能障碍直接相关，可能导致缺氧和相应的生理压力（Öz等人，2024a）。在接触常见农业农药的鱼类鳃组织中观察到的组织病理学变化包括上皮细胞脱落、增生、鳃片融合和毛细血管扩张等症状，这些变化都与呼吸功能障碍显著相关。这些变化揭示了水生污染物对鱼类生理的多方面影响，并强调了需要密切监测环境并采取针对农药使用的监管措施（Yancheva等人，2019年）（图1、2、3和4）。
图1：尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的鳃组织。（A）尼罗罗非鱼鳃的正常组织学图像；第1组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=200 µm）。（B）次级鳃片的上皮细胞脱落（黑色箭头）；第2组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（C）鳃部的水肿和鳞片剥落（红色箭头），鳃片融合（黄色箭头），次级鳃片的上皮细胞脱落（黑色箭头）；第3组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（D）次级鳃片融合（黑色箭头）；第4组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）
图2：尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的肝脏组织。（A）尼罗罗非鱼正常肝脏的组织学图像；外分泌胰腺腺泡（PA）和肝窦（S）；第1组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=200 µm）。（B）肝脏淤血（黑色箭头）；第2组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（C）肝细胞的vacuolar退化和水肿性退化（红色箭头），肝脏淤血（黑色箭头）；第3组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（D）肝窦淤血（黑色箭头）；第4组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=200 µm）
图3：尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的肌肉组织。（A）尼罗罗非鱼背部肌肉的正常组织学图像；第1组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（B）肌肉未观察到病变；第2组（H-E）（刻度尺=100 µm）。（C）严重的肌肉病变，萎缩图像；第3组（H-E）（刻度尺=100 µm）。（D）轻微的肌肉病变；第4组（H-E）（刻度尺=100 µm）
图4：尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）的脑组织。（A）尼罗罗非鱼大脑的正常组织学图像；第1组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=200 µm）。（B）大脑淤血（黑色箭头）；第2组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（C）大脑中的vacuolization和淤血（红色箭头）；第3组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）。（D）尼罗罗非鱼大脑的组织病理学图像；第4组，苏木精-伊红染色（H-E）（刻度尺=100 µm）
了解这些动态有助于支持维护水生生物可持续性所需的广泛生态影响和保护策略。鱼类接触农业农药会导致显著的组织病理学变化，尤其是在肝脏中，因为肝脏是参与解毒过程的主要器官。多项研究表明，由于农药暴露，肝脏组织会出现不同的形态变化，如肝细胞肥大和坏死。Pawar和Shrivastava认为肝脏形态的变化是环境压力因素暴露的指标，并可能提供有关这些有毒化合物影响的生化途径的重要信息（Pawar和Shrivastava，2023年）。急性或慢性农药暴露表现为不同的组织病理学模式。Akeredolu及其同事研究了Clarias gariepinus对急性及亚致死剂量农药暴露的组织病理学反应的差异，并报告了根据暴露强度和持续时间的不同，肝损伤程度也有所不同（Akeredolu等人，2022年）。不同类型的农药表现出不同的组织病理学特征。例如，有机磷农药氯吡硫磷已被证明会导致鱼类肝脏严重的结构变化，其特征是肝细胞坏死和胆管增生，反映了胆汁淤积效应（Topal等人，2014年）。其他农药如新烟碱类也会导致肝脏结构恶化，引起炎症反应和肝脏功能失调（Azadikhah等人，2023年）。在氰戊菊酯的毒性作用中，已报告了肝脏窦内的出血、vacuolar退化和水肿性退化（Öz等人，2024a, 2024b）。鱼类接触常见农业农药尤其会影响大脑的组织病理结构，对神经功能和整体健康造成严重影响。作为广泛使用的农药，有机磷通过抑制胆碱酯酶表现出神经毒性作用，导致严重的神经化学紊乱。当检测甲基对硫磷在多种鱼类物种中的生物浓度时，在暴露后的30分钟内观察到该农药在脑组织中累积至80 ppm，影响对维持神经功能至关重要的胆碱能神经传递（Bosco de Salles等人，2015年）。研究表明，鱼类大脑在接触农药后会出现明显的组织病理学变化，包括神经元退化、vacuolization和淤血（Yildirim等人，2006年；Amin等人，2023年）。氯化农药和有机磷都可能导致神经元退化、坏死和突触变化等形态变化。这些变化会对行为结果产生负面影响，因为神经可塑性和神经元交流受损会导致鱼类运动紊乱和认知功能障碍（Doherty等人，2016年；Gandar等人，2016年）。类似的神经障碍也会导致鳃部功能丧失，从而降低氧气吸收和毒素排除能力（Pallavi，2020年）。在长期毒性暴露或严重压力条件下，通常会观察到肌肉萎缩。与农药相关的慢性暴露会引发肌肉蛋白质的分解，导致肌肉组织萎缩。尽管本研究提供了关于洋蓟叶提取物缓解作用的重要见解，但仍有一些局限性需要承认，以便指导未来的研究。首先，使用了标准化的商用洋蓟叶提取物，以确保其在水产养殖产业中的实际应用性。尽管此类提取物的主要生物活性标志物已有充分记录，但我们的实验室并未进行批次特定的化学表征，如HPLC分析。其次，本研究评估了2.00% ALE的单一日粮添加水平。 although 这一浓度在当前条件下被证明可以有效缓解氯氰菊酯引起的毒性，但未来需要包含更广泛浓度的研究来确定精确的剂量-反应关系。此外，30天的实验持续时间主要反映了亚急性生理反应。研究更长期慢性暴露将有助于确定ALE在更大规模生产系统中的持续保护效果和潜在的累积效应。在未来试验中解决这些因素将进一步提高植物疗法在尼罗罗非鱼养殖中的应用精度。
鳃、肝脏和大脑（G3）中观察到的组织病理学改变提供了生长和生化系统紊乱的结构基础。具体而言，鳃部严重的上皮细胞剥落和鳃片融合直接与呼吸效率下降以及随后的代谢压力（表现为高血糖反应）相关。在肝脏中，广泛的水肿性和vacuolar退化解释了AST、ALT和ALP等肝酶渗入血清的原因。此外，神经肌肉系统的退化，包括髓鞘内水肿和肌肉萎缩，可能通过损害鱼类觅食和有效利用营养的能力，导致了显著的生长迟缓。相反，补充ALE的G4组中组织结构的保留证实了生化和抗氧化作用的改善基于细胞完整性的稳定，即使在毒素暴露下也能完全恢复生长表现。
结论：本研究表明，氯氰菊酯暴露会导致尼罗罗非鱼出现显著的生理紊乱，影响生长表现、血液 biochemical 参数和组织完整性。观察到的肝酶活性、脂质过氧化（MDA）的变化以及氧化应激标志物（TAS、SOD、CAT、GPx和TOS/OSI）的变化反映了这种农药引起的多方面系统压力。值得注意的是，日粮中添加2%的洋蓟（Cynara scolymus）叶提取物（ALE）显示出缓解这些不良影响的潜力。补充ALE的鱼类表现出生长参数的改善、部分恢复的血液学和生化指标以及增强的抗氧化酶活性。这些效果可能与提取物中的生物活性酚类和黄酮类成分有关，这些成分有助于其肝保护和抗氧化特性。总之，这些发现表明，在农药暴露为问题的水产养殖环境中，洋蓟叶提取物可以作为有益的功能性饲料添加剂。然而，建议进行进一步的研究以确定最佳剂量并评估ALE在慢性暴露条件下的长期效力。
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