生存与繁衍之间的权衡:在热应激条件下,生理限制与繁殖努力之间的精妙平衡

时间:2026年5月15日
来源:Functional Ecology

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摘要 在极端和不可预测的环境中,平衡生存与繁殖是一个根本的进化挑战。特别是体温调节行为,它带来了高昂的代价——因为维持最佳体温所需的时间会剥夺其他必要的活动,迫使个体在相互竞争的选择压力之间进行权衡。通过对红侧束带蛇(Thamnophis sirtalis parietalis

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摘要

在极端和不可预测的环境中,平衡生存与繁殖是一个根本的进化挑战。特别是体温调节行为,它带来了高昂的代价——因为维持最佳体温所需的时间会剥夺其他必要的活动,迫使个体在相互竞争的选择压力之间进行权衡。通过对红侧束带蛇(Thamnophis sirtalis parietalis)的野外观察、行为测试和基因表达分析,我们描述了这种变温脊椎动物如何通过精细调节的行为和生理可塑性机制在极端热环境中应对这一挑战。研究发现,这些蛇的关键温度阈值具有显著的一致性,个体间的变异很小,表明存在严格的生理限制。观察到雄性在体温远低于引发逃避行为阈值时会主动停止寻找交配机会,并采取“闲逛”行为来调节体温。然而,值得注意的是,那些正在积极求偶的雄性会继续对雌性进行求偶,直到体温接近致命温度(低5°C),这显示了行为可塑性依赖于具体情境——即当存在即时交配机会时,行为退出的温度阈值会发生变化。对多种组织的分子分析显示,在热应激或冷应激下,1小时内就激活了特定的转录组反应。热休克蛋白在所有组织中均上调,表明存在预期的保护机制,以支持冒险的行为决策,而不仅仅是应对热损伤。组织特异性的基因表达模式反映了功能优先级:肝脏表现出广泛的代谢灵活性,心脏保持保守的稳定性,而大脑和睾丸似乎在应对压力时平衡了关键功能与热调节需求。这些发现表明,存在精确的热反应规范,这些规范结合了行为和分子可塑性,以最大化繁殖努力而不影响生存。行为阈值与致命温度之间的狭窄差距表明该系统可能已经接近进化极限。虽然表型可塑性目前可以缓解种群对极端温度变化的冲击,但随着环境温度的持续升高,这种可塑性可能会限制长期的适应潜力。精确的热决策能力、快速的生理反应以及情境依赖的行为转换表明,这是对平衡竞争选择压力问题的进化解决方案。请在期刊博客上阅读本文的免费通俗语言摘要。

1 引言

当时间和能量必须在这两者之间分配时,倾向于生存或繁殖的选择压力往往直接竞争。特别是体温调节行为带来了高昂的代价——因为维持最佳体温所需的时间会剥夺其他必要的活动,迫使个体在相互竞争的选择压力之间进行权衡(Zera & Harshman, 2001)。这种动态在不同物种间有所不同,从而产生了多样的行为策略(Huey & Slatkin, 1976; Liwanag, 2010; van de Ven et al., 2020)。例如,在捕食风险高的情况下,普通壁蜥(Podarcis muralis)优先避免捕食者(Amo et al., 2004),而其他蜥蜴物种则为调节体温而牺牲生长和繁殖(Sinervo et al., 2010)。在极端或变化不定的热环境中优化生存与繁殖特别具有挑战性,通常会导致高昂的代价(Kingsolver & Huey, 1998)。有许多策略可以应对这些挑战,例如依靠精确的行为时机来利用有限的觅食、生长和繁殖窗口以最大化适应性(Besson & Cree, 2010; Bogert, 1949)。常见的策略包括在交配地和觅食地之间的季节性迁徙(King & Duvall, 1990; Madsen & Shine, 1996; Southwood & Avens, 2010)、集体在冬眠地过冬(Cowles, 1941; Huey et al., 2021; Ultsch, 2006)以及大规模的繁殖聚集(Garstka et al., 1982; Skinner & Miller, 2020)。尽管有效,但每种策略都伴随着资源有限的权衡。为了减轻这些权衡的代价,许多生物通过在不同环境或行为情境下动态调节其表型来展示生理或行为可塑性(Pigliucci, 2001; Reznick & Endler, 1982; Seebacher et al., 2014)。可塑性本身是一种进化特征,可以通过代表在不同情境下变化的表型来衡量(Dingemanse & Wolf, 2010; Via & Lande, 1985; West-Eberhard, 2003)。例如,树燕(Tachycineta bicolor)和兜帽莺(Setophaga citrina)会根据温度变化调整筑巢、抚育幼崽和觅食行为(Ardia et al., 2006; Williams et al., 2025)。适应性可塑性可以保护生物免受环境冲突的影响(Ghalambor et al., 2007; Seebacher et al., 2014)。然而,可塑性并非没有代价——它可能会降低生理和代谢性能(Seebacher & Franklin, 2005; Glanville & Seebacher, 2006),改变能量分配(Kearney et al., 2009),影响妊娠和繁殖结果(Hubert et al., 2024; Lourdais et al., 2002),并重塑时间资源利用方式(Beever et al., 2017)。在快速变化的气候中,这些挑战变得更加严峻,因为全球温度上升,热环境变得越来越不可预测(Bellard et al., 2012; Ceballos et al., 2017; IPCC, 2021; Murphy-Klassen et al., 2005; Parmesan, 2006; Parmesan & Yohe, 2003; Pimm et al., 1995; Walther et al., 2002)。全球变暖导致环境温度更加不可预测,热安全边际缩小(IPCC, 2021; Parmesan, 2006; Parmesan & Yohe, 2003; Walther et al., 2002)。这种现象已经对种群产生了明显影响,如蜥蜴的灭绝(Sinervo et al., 2010)和广泛的脊椎动物数量下降(Ceballos et al., 2017),表明无法维持生存与繁殖之间的平衡正变得越来越代价高昂且难以缓解。对于完全依赖外部环境来调节体温和代谢率的变温脊椎动物来说,这一点尤为明显(Besson & Cree, 2010; Huey et al., 2021)。红侧束带蛇(Thamnophis sirtalis parietalis)提供了一个研究热挑战、表型可塑性和繁殖权衡交叉点的绝佳系统。这一广泛分布的物种从德克萨斯州延伸到加拿大西北地区(Aleksiuk & Stewart, 1971)。其中研究最深入的种群栖息在曼尼托巴省的Interlake地区,那里的蛇表现出显著的季节性迁徙模式,在其分布范围的北部边缘具有极强的耐寒能力(Garstka et al., 1982; Gregory, 1974; Lutterschmidt et al., 2006; Shine et al., 2000)。该地区的冬季温度经常降至-40°C以下,持续降雪和冰冻条件可持续长达8个月(Bush & Lemmen, 2019; Environment Canada, 2014)。春天的到来引发了一场剧烈的行为和温度转变——个体从接近冰点的地下温度(<1°C)中苏醒出来,进入表面温度可能超过40°C的环境(Aleksiuk & Gregory, 1974; Whittier et al., 1987)。整个春季交配季节,温度条件始终不可预测,每日环境温度常常在冰点以下到25°C以上波动,导致个体在一天内的体温范围从略高于冰点到超过40°C(Bush & Lemmen, 2019; Environment Canada, 2014)。不出所料,这些快速变化的热条件很容易致命,除非蛇持续利用行为调节。尽管存在这些风险,雄性蛇仍会在巢穴附近停留4-6周进行密集的繁殖活动。在此期间它们不进食,完全依靠前夏和秋季储存的能量(O'Donnell et al., 2004)。交配聚集通常涉及超过10,000条蛇聚集在巢穴附近几米范围内(Garstka et al., 1982; Shine et al., 2001),雄性必须承受极端温度,避免捕食,并激烈竞争以获得雌性的注意。尽管代价高昂且危险,雄性仍必须尽可能长时间地留在这些条件下以最大化繁殖机会。这种在交配季节长时间停留在巢穴的行为使雄性暴露在持续的、不可预测的热条件中,而雌性通常在苏醒后几天内就会分散。因此,与平衡生存和繁殖努力相关的热挑战代表了偏向雄性的选择压力,因此我们在本研究中重点关注了雄性的热生物学。在这个短暂但激烈的交配期间,能量压力、生理限制和竞争的汇聚突显了偏好同时最大化生存和繁殖成功的特征的选择压力。由于应对极端和不可预测的热环境是雄性蛇面临的最大挑战之一,我们仔细研究了它们的体温调节行为和热生理学,以更好地了解变温脊椎动物如何在严酷和多变的环境中应对生存与繁殖之间的权衡。由于在接近热极限时保持活跃的行为决策可能会对多个器官系统造成生理压力,我们还研究了不同组织类型对急性热挑战的转录反应。转录组方法可以洞察响应环境压力的分子途径,并揭示与代谢调节、细胞稳定性或生殖功能相关的组织特异性调整。为了捕捉不同功能系统在转录反应性上的潜在差异,我们调查了代表系统代谢调节(肝脏)、行为反应的神经协调(大脑)、相对稳定的核心生理维持(心脏)和生殖投资(睾丸)的组织。本研究包括四个具体目标:(1)描述自由活动蛇在其自然栖息地中的体温调节行为和典型体温。(2)在无法进行体温调节的受控实验室条件下,量化该物种的绝对生理热极限。(3)确定蛇为了避免致命暴露而调整行为的温度阈值和行为情境。(4)使用高通量RNA测序技术,研究接近上下热耐受极限时的转录反应。为了实现这些目标,我们采用了结合野外观察、实验室实验和分子分析的综合方法,以全面了解红侧束带蛇在极端热环境中优化生存和繁殖成功的策略。我们预计蛇在交配季节会经常在生理热极限附近活动,体温调节逃避的行为阈值也会接近这些极限。我们进一步预计,急性热应力会引发组织内的快速转录反应,这可能反映了功能优先级,如代谢灵活性、维持基本生理功能和保护生殖组织。

2 材料与方法

2.1 动物采集、饲养和伦理审查

所有程序均使用从加拿大曼尼托巴省Inwood镇附近的自然巢穴中采集的红侧束带蛇进行,时间选在春季交配高峰期(4月-5月)。本研究包括在自然巢穴中收集自由活动的野生蛇的观察数据,以及在临时圈养条件下进行的控制实验。实验用的动物被安置在室外尼龙布制成的竞技场中(1×1×1米),实验持续时间为最长14天,并将雄性和雌性分开饲养。始终提供隐蔽箱和石头等丰富物品以促进蜕皮。水可以随意饮用,但不提供食物,因为T. s. parietalis在春季交配期间是食蚜的(O'Donnell et al., 2004)。所有参与研究的动物要么被送回捕获地点,要么根据批准的伦理协议被安乐死以收集组织样本。所有程序均获得俄勒冈州立大学机构动物护理和使用委员会的批准(协议编号4818)。在加拿大的野外研究是在曼尼托巴野生动物科学许可号WB16264的授权下进行的。

2.2 推断规模

2.3 自由活动野生蛇在巢穴中的体温

体温测量在同一野外地点和同一时间进行,分别在三个不同的采样日进行,对应于凉爽(11.5°C,n=45)、温暖(17.5°C,n=42)和炎热(22°C,n=20)的环境条件。采样日相隔5天,以便在不同热情境下进行比较,同时尽量减少昼夜变化。所有收集的体温数据都是通过使用Fluke 51-Series II温度计和k型热电偶(Fluke Corp., Everett, WA)通过肛门探头获得的。选择用于记录体温的动物是基于当时最常见的行为。如果在热天观察到典型的求偶行为,则选择凉爽日和温暖日的个体。因为在热天采集数据时几乎没有观察到求偶行为,所以记录的是不活跃动物的体温(称为“闲逛”行为)。这种闲逛行为表明这是一种行为性热调节方式,用于在环境温度过高时促进降温(Shine et al., 2000)。

2.4 行为热阈值

设计了两种实验来确定不同情境下的行为温度阈值。这里定义的逃避行为起始阈值(BTescape)是指当行为体温调节被实验性阻止时,蛇开始强烈逃避反应的体温。这代表了紧急逃生行为的开始,而不是蛇在自然条件下通常会因温度升高而退避的温度——在自然条件下,它们可以找到较凉爽的微生境。在高温环境中,观察到了一个明确的行为演进过程:蛇最初平静地探索房间,然后变得懒散,并采取了一种静止、不活跃的姿势,类似于在洞穴中自由活动的蛇所表现出的躺卧行为。随着体温的持续升高,蛇突然从这种不活跃状态转变为强烈的逃生行为,积极而疯狂地寻找离开环境的途径。在这个转变过程中记录了体温,这些体温被用来定义BTescape阈值。因此,BTescape代表了一个由生理驱动的紧急阈值,与在较低体温下通过躺卧行为表现出的自愿性体温调节不同。求偶最高温度(BTcourt)被定义为雄性停止求偶行为的体温。预计这个温度会超过野外自愿调节体温(躺卧)的蛇的体温,并且会接近但不会超过BTescape。BTescape阈值是通过将单独的雄性(n=20)放入一个高温环境中来确定的,在这个环境中,它们无法进行行为性的体温调节。直到观察到特定的行为信号表明它们试图逃离上述的热条件时,才将它们移出环境。高温环境(图1a)由一个倒置的1.2升矩形透明Pyrex碗组成,放置在电加热垫(Jumpstart,17瓦,120伏)上,加热垫位于一个10加仑玻璃水族箱内,上方17厘米处安装了一个陶瓷加热器(250瓦,110伏)。加热垫和陶瓷加热器分别由独立的数字温度控制器(Bayite BTC201)控制,保持空气温度在43.00°C(±0.20°C)。简而言之,蛇在大约2分钟的正常探索活动后,会陷入静止位置,表现出躺卧行为,然后保持不活跃状态约8分钟,之后它们会停止躺卧行为并变得非常活跃,试图逃离环境。一旦蛇表现出这种逃生行为,就会将其从环境中移出,立即测量并记录其体温,然后将动物恢复到正常温度条件。

图1:打开图查看器/PowerPoint

热室示意图:(a) 高温环境平均空气温度为43.00±0.20°C,用于行为最大温度(BTescape)和临界温度最大值(CTmax)实验。(b) 低温环境平均空气温度为-0.50±0.20°C,用于CTmin实验。(c) 急性热应激环境平均空气温度为39.00±0.50°C,用于急性热应激的转录反应实验。(d) 急性冷应激环境平均空气温度为0.00±1.00°C,用于急性冷应激的转录反应实验。BTcourt阈值是通过在环境温度升高过程中进行求偶行为测试来确定的,直到求偶行为停止。红侧束带蛇(n=25条雄性和10条雌性)被随机分成5组,每组包括5条背部有标记的雄性蛇和2条雌性蛇,雌性的泄殖腔在实验期间被阻塞以防止交配,如Friesen等人(2017)所述。蛇被引入一个加热的竞技场(约13.00°C,直径0.5米,高1米的圆柱形尼龙笼子),竞技场上方有一个加热灯,下方有一个加热垫。在求偶行为测试期间不提供水、基质或藏身处,以尽量减少额外的行为性体温调节。蛇有5分钟的时间适应加热的竞技场并开始求偶行为,之后打开加热灯以提高竞技场的环境温度。行为通过雄性求偶行为的谱系图(表1)进行持续监测和评分。分析仅限于在5分钟适应期内达到求偶得分4分的雄性。尽管这种纳入标准减少了总体样本量,但排除概率在各次试验之间没有差异(二项逻辑回归,χ2=2.47,df=4,p=0.65),表明排除反映了行为参与的随机变化,而不是可能系统影响结果的试验特定差异。任何停止求偶行为的剩余雄性(求偶得分≤1)都会被手动刺激,如果它们恢复求偶行为,则允许它们留在试验中;如果没有恢复求偶行为,则将它们移除,并立即记录其体温。试验继续进行,直到所有雄性都停止求偶行为。移除停止求偶行为的雄性应该反映了雄性在不再追求该雌性后离开交配球体的自然行为。

2.5 临界温度最小值和最大值
临界温度最大值(CTmax)和临界温度最小值(CTmin)代表了定义生物体热耐受性的绝对边界,以描述所有可生存的热条件范围(Ernst等人,2014;Lutterschmidt & Hutchison,1997;Spellerberg,1972)。在这项研究中,我们将CTmax和CTmin定义为观察到的蛇失去运动协调能力的最低或最高体温,导致其无法自行翻正(当被置于背部时)。这是一个有效的生理温度极限指标,因为这是它们无法逃避否则会导致死亡的热条件的点(Spellerberg,1972)。CTmin和CTmax都是在严格控制的条件下通过实验确定的。雄性蛇(每组n=25条)被分别放置在高温环境(图1a)或低温环境(图1b)中。低温环境由一个五加仑的桶组成,放置在一个小型保温冷藏箱内,温度设定为-0.50(±0.20)°C。桶内温度由Bayite BTC201数字温度控制器控制,该控制器配有测量动物所在位置空气温度的探头。每条蛇被引入低温环境时,使用Ryobi Tek4 IR温度计记录桶底部表面的温度,平均温度为-4.19(±0.50)°C。在允许体温快速变化的同时持续监测每种动物的行为,直到观察到行为信号,然后测试其是否失去运动协调能力,即通过是否失去翻正能力来判断(Spellerberg,1972)。简而言之,动物被置于背部,允许其自行翻正。一旦动物无法自行翻正,立即测量并记录其体温,然后将动物恢复到正常温度条件。高温处理下的蛇在大约2分钟的轻微探索活动后会陷入静止位置,然后保持不活跃状态约8分钟,之后会变得非常活跃,试图逃离环境(BTescape;如上所述)。逃生行为之后是一个不活跃期,通常表现为类似打哈欠的行为(张嘴)。这种第二不活跃期在预实验开发过程中通过反复测试翻正反应得到验证,确认动物在达到这种行为状态之前仍能自行翻正,但在达到该状态后一致失去翻正能力。

2.6 转录组测序、组装和注释
在组织采集之前,蛇接受了致命剂量的甲羟基戊酸钠(Brevital™)的皮下注射(0.005 mL/克体重,1%溶液),然后返回环境中约2-3分钟以使麻醉剂生效。通过执行鼻尖轻触反射测试来确认安乐死,通过轻轻轻触鼻尖来诱发反射性痉挛来检测神经功能。一旦动物不再表现出反射性痉挛,就手术移除组织,并立即将其放入超过10体积的RNAlater中,在4°C下储存24小时,然后转移到-20°C进行RNA提取。每个重复实验取约10毫克的组织样本进行机械匀浆,使用Omega Bio-Tek E.Z.N.A® HP总RNA试剂盒按照标准协议提取RNA。使用凝胶电泳评估RNA质量,并通过吸光度测试估计每个样本的浓度。从包括6种组织的总共16个样本中提取总RNA:整个大脑(包括嗅球和辅助嗅球,n=1条雄性和1条雌性)、肝脏(n=1条雄性和1条雌性)、肾脏(n=1条雄性和1条雌性)、睾丸(n=2条雄性)、哈德氏腺对(n=2条雄性和2条雌性)和犁鼻器(n=2条雄性和2条雌性)。每个样本中的等量总RNA(500 ng)被加入样本池中。样本池稀释至111 ng/μL的浓度,然后使用Bioline Tetro逆转录酶和定制引物进行poly-A富集和逆转录为cDNA(表S1)。准备了一个丰度标准化的cDNA文库,以避免过度测序丰富的转录本并改善稀有转录本的代表性(Kitchen等人,2015;Meyer等人,2009)。完成的文库被提交到基因组与细胞特征核心设施(美国俄勒冈大学,尤金),并在Illumina MiSeq平台上生成150 bp的配对末端读段。大约82 M个读段通过了质量过滤,如果一对读段中任何读段包含≥20 bp且质量值≤20、≥50个同源重复序列或≥15 bp与Illumina接头序列对齐,则从数据集中移除。通过FastQC v0.11.3(Andrews,2010)检查通过质量过滤的配对末端读段。使用Trinity v2.1.1(Grabherr等人,2011;Haas等人,2013)将配对末端读段组装在一起。在最终组装中保留了200 bp或更大的contigs。为了去除异构体冗余,通过保留具有最长开放阅读框的三组分来过滤组装结果,最终组装包含83,394个转录本。使用Blast2GO序列注释套件v6.0.3(Götz等人,2008)对转录本进行注释。使用BLASTx将转录本与从NCBI非冗余蛋白质数据库获得的所有脊椎动物序列进行比对。每个序列的前20个匹配结果被检索并过滤,以去除低质量或模糊的匹配(e-value ≤0.001,HSP长度≤30个氨基酸,以及无法识别或非特定的匹配,包括‘Whole Genome Shotgun’、‘Unidentified’、‘Unknown’、‘Hypothetical Protein’或‘RIKEN’)。通过Blast2GO描述注释器使用证据代码为转录本分配NCBI访问号码和蛋白质名称。最佳匹配结果被分配,并根据go.obo 01-2025 GO层次结构文件组织最终的GO注释。

2.7 对急性热应激的转录反应
为了评估对急性热应激的转录反应,雄性束带蛇被暴露在急性热或冷热应力条件下,保持特定的内部体温1小时。热应力条件被控制为使持续的内部体温接近但不超过本研究第2项任务中先前确定的临界温度限制。对照组以类似的方式饲养和处理,但没有暴露于热应力条件,而是在整个实验期间保持约20°C的体温。将蛇放入急性热应激室(n=3)(图1c)、急性冷应激室(n=3)(图1d)或维持在正常环境条件中(n=3)。急性热应激室由一个食品级塑料五加仑桶组成,放置在一个小型隔热围栏内,以提供温度稳定的环境。装置内的温度由一对数字温度控制器(Bayite BTC201)控制,两个探头都用于测量桶内的空气温度。其中一个控制器控制一个陶瓷加热器(250瓦,110伏),放置在桶上方,并设置温度为39.0(±0.5)°C。另一个数字温度控制器控制一个风扇,当温度升至39.5°C以上时,风扇会启动以降低温度。这确保了平均空气温度为39.0(±0.5)°C,并在整个过程中使蛇的平均体温维持在35.8°C(±0.9°C)。急性冷应激室由一个五加仑桶组成,放置在设定为0.0(±0.5)°C的隔热冷藏围栏内。温度同样由一对数字温度控制器(Bayite BTC201)控制,两个探头都用于测量桶内的空气温度,其中一个控制器控制冷冻器,另一个控制器控制风扇。当温度降至-0.5°C以下时,风扇会启动,以稍微提高温度。这导致平均空气温度为0.0(±1.0)°C,并且在整个过程中使蛇的平均体温维持在2.0°C(±1.0)°C。处理条件持续1小时后,记录蛇的最终体温。随后对蛇实施安乐死,以收集组织样本,包括大脑、心脏、肝脏和睾丸。为了保存目标转录反应,组织样本在离开处理条件后的5分钟内被收集。每种处理-组织条件取三个生物学重复样本,总共36个样本。总RNA(每个样本1.3微克)经过poly-A选择后,使用Tag-seq协议(Meyer等人,2011年)生成个体测序文库。完成后的文库按相等数量混合,并提交给俄勒冈健康与科学大学的大规模并行测序共享资源(MPSSR),使用Illumina HiSeq 2500平台的一个通道生成100 bp单端读段。使用FastQC(版本0.11.5)(Andrews,2010年)分析原始读段的质量。原始读段经过修剪去除前导接头序列,然后通过质量过滤去除长度大于或等于20 bp且质量值小于或等于20的读段、含有大于或等于10 bp同源重复序列的读段,或与Illumina接头序列比对长度大于或等于12 bp的读段。通过SHort Read Mapping Program(SHRiMP2)中的gmapper工具,使用以下选项将读段映射到多组织注释转录组:--qv-offset 33 -Q --strata -o 3 -N 4 -K 10000 -L(David等人,2011年;Rumble等人,2009年)。使用DESeq2包(Love等人,2014年)在R中进行差异表达分析。转录本首先被预过滤,以去除每个条件下平均映射次数少于三次的转录本。在四种组织中,分别使用Wald成对检验独立比较不同条件:(1)热应激与对照组;(2)冷应激与对照组。原始p值使用Benjamini–Hochberg假发现率(FDR)(Benjamini & Hochberg,1995年)进行多重检验调整。调整后的p值小于0.05的转录本被认为是条件间显著差异表达的。使用DEGOE流程(Bentz,2025年)进行功能富集分析,以识别在热应激或冷应激反应中富集的基因本体(GO)术语。根据DESeq2结果计算的符号p值对转录本进行排序,并使用双向Mann–Whitney U检验进行功能富集,以识别在上调或下调转录本中显著富集的GO术语。每个GO术语的原始p值经过FDR校正,调整后的p值小于0.05的术语被认为是显著富集的。

3 结果

3.1 自由活动的野生蛇在洞穴地点的体温

在凉爽的日子里,活跃的蛇的平均体温与温暖的日子里明显不同,凉爽日子的平均体温为27.21±0.23°C(平均值±标准误差),温暖日子的平均体温为24.98±0.34°C(平均值±标准误差)(Welch's t检验,p=8.0×10^-7;图2)。在炎热的日子里,懒散的蛇的平均体温更高,为34.09±0.34°C(平均值±标准误差)(图2;表2;表S2)。图2显示了雄性红侧带蛇在凉爽日子(Tcool)、温暖日子(Twarm)和炎热日子(Thot)自由活动时的体内温度。实验确定的温度阈值是通过测量蛇在生理阈值(临界热最大值;CTmax和最小值;CTmin)和行为阈值(逃避行为开始;BTescape,以及求偶最大值;BTcourt)时的体温获得的。所有温度都是通过泄殖腔探针测量的。生理阈值是通过失去矫正反射来确定的,行为阈值是通过明显的行为变化观察到的(见第2节)。显著性水平:ns,不显著;*,p<0.05;**,p<0.01;***,p<0.001;****,p<0.0001。表2记录了现场和实验中收集的体内温度。

3.2 行为温度阈值

平均逃避行为阈值(BTescape)为35.12±0.34°C(平均值±标准误差),平均求偶最大值(BTcourt)为35.55±0.28°C(平均值±标准误差);这些值与炎热日子里懒散的蛇的平均体温(Thot=34.09±0.34°C)没有显著差异(Welch's t检验,p=0.04;Bcourt与Thot的比较:Welch's t检验,p=2.4×10^-3;图2)。虽然在求偶试验中没有直接测量雌性行为,但我们没有观察到任何似乎影响雄性求偶行为的实验条件之间的差异。

3.3 临界热最大值和最小值

失去矫正反应的测试揭示了热耐受极限,置信区间很窄(<1°C)。平均CTmax为39.90±0.19°C(平均值±标准误差),个体间范围为37.00至41.20°C,而平均CTmin为0.97±0.25°C(平均值±标准误差),范围为-1.10至3.90°C(图2;表2;表S2;图S1)。加热速率在CTmax和行为测试中平均为每分钟2.60±0.20°C(n=45),远高于Shine等人(2000年)报告的每分钟0.83°C。

3.4 转录组组装和注释

过滤后,43.4百万对读段组装出了83,394个转录本(最小长度=201 bp,最大长度=14,870 bp,平均值=716.69 bp,中位数=441 bp,N50=1015 bp,GC含量=40.11%)。BLASTx注释识别出33,148个有匹配的转录本,其中21,070个至少被分配了一个GO术语。隐马尔可夫模型(Pfam)产生了16,866个注释,预测了792,191个潜在的ORFs≥20个氨基酸。

3.5 对急性热应激的转录反应

Illumina HiSeq 2500生成了约1.454亿个100 bp的读段(每个样本约400万个)。过滤后,剩余9730万个读段(每个样本约270万个)。移除了一个异常值,即睾丸对照组33(Grubbs检验,p=8.8×10^-6),剩下9690万个读段(每个样本约280万个)。映射后得到9490万个对齐读段,覆盖了55,220个转录本,过滤后每个样本约15,364个。

3.6 差异基因表达

差异表达分析识别出几种在组织中对急性热应激有反应的转录本。过滤掉低丰度转录本(每种条件下计数少于3次)后,使用DESeq2和假发现率(FDR)校正进行Wald检验比较。以FDR<0.05的显著性阈值,我们检测到337个(265个独特的)在组织和处理之间显著差异表达的转录本(表S3;图3)。与对照组相比,肝脏在热条件下的反应最高(100个DE转录本:61个上调,39个下调),而心脏组织的反应最少(总共47个)。热应激条件引发了最大的转录反应,共有204个显著DE转录本(111个上调和93个下调),而冷应激条件共有133个显著DE转录本(70个上调和63个下调)。我们看到,一些最显著差异表达的基因参与了热应激和冷应激条件下的应激反应和维持蛋白质稳态(图4)。

3.7 功能富集

功能富集分析揭示了对热应激有组织和温度特异性的转录反应(图5)。我们共识别出101个富集的GO术语:大脑中有30个,心脏中有11个,肝脏中有43个,睾丸组织中有17个(Mann–Whitney U检验,调整后的p值<0.05;表S4)。图5显示了每种处理和每种组织的前10个GO术语(FDR值最小的10个低于0.05)。颜色表示相对于对照条件的调节方向,点大小表示表达水平差异的幅度。大脑中因热应激而下调的基因在多个代谢过程中富集,而在冷应激中下调的基因在RNA和DNA生物合成中富集。心脏中因热应激而上调的基因在蛋白质分解代谢过程中富集,而在冷应激中上调的基因在结构功能、染色质组织和代谢过程的负调节中富集。肝脏中因热应激而上调的基因在代谢、分解代谢过程、细胞信号传导和RNA及蛋白质处理中富集,而在冷应激中上调的基因在膜组织和脂质运输中富集。

4 讨论

在这项研究中,我们结合了野外观察、行为测试和转录组分析,研究了雄性红侧带蛇如何在生态相关的热条件下平衡体温调节需求和繁殖努力。我们发现,雄性在积极求偶时通常会维持接近临界热极限的体温,行为退出的阈值发生在CTmax的狭窄范围内。尽管如此接近致命极限,蛇在热和冷暴露下仍表现出快速、组织特异性的转录反应,这些反应在行为转换或运动协调丧失之前就已经被激活。这些发现共同表明,分子保护机制可能支持情境依赖的行为可塑性,使雄性能够在不立即超过生理极限的情况下维持繁殖活动。在接下来的章节中,我们将讨论协调的行为和生理反应如何反映了一种进化策略,用于在高度变化的热环境中平衡生存和繁殖成功之间的权衡。

4.1 生理温度极限和行为阈值

我们观察到,在它们的生理范围的上下极端,个体之间的临界温度极限几乎没有变化。这种狭窄的范围与涉及关键蛋白质或酶系统在极端温度下失效的分子机制一致(Bennett等人,2021;Gangloff & Telemeco,2018;Licht,1964)。这些效应被观察到只是暂时的,因为当体温恢复正常时,恢复方向的反应立即发生了,这表明故障是由于蛋白质的暂时性不稳定而非永久性的变性(Somero, 1995; Williams et al., 2016)。个体在体温上升时改变行为的阈值与生理极限的差异仅略小(BTescape:35.12 ± 0.34°C(平均值±标准误差),范围32.20–37.40°C;BTcourt:35.55 ± 0.28°C(平均值±标准误差),范围33.80–37.20°C)。这一狭窄的范围表明,蛇类能够主动监测体温的微小变化,从而在条件接近致命极限时做出精确的行为反应。BTcourt与CTmax的接近程度仅为4.35°C,而BTescape仅比CTmax低4.78°C。野外观察显示,在炎热的日子里,懒散的蛇类保持了平均体温34.09°C,这显著低于BTescape和BTcourt,但仍保持在CTmax的5.81°C范围内,表明即使在自愿调节体温的情况下,蛇类也经常在接近致命温度的情况下活动。观察到的升温速率为2.60°C/分钟,是之前报道的速率的3倍多(Shine et al., 2000)。尽管能够快速适应体温变化可能有利于迅速达到求偶的最佳温度,但快速升温也可能使蛇类迅速接近致命温度,因此需要谨慎的行为性体温调节以保持在临界范围内。

4.2 行为可塑性最大化繁殖机会

野外观察到的懒散体温与实验确定的阈值之间的比较为热决策中的情境依赖性行为可塑性提供了证据。在炎热的日子里,当洞穴中的雌性较少时,没有积极参与求偶的雄性会自愿停止寻找交配机会,并在平均体温34.09°C时采取调节体温的懒散行为(Thot)。相比之下,参与求偶的雄性会继续在更高的体温下进行交配活动(BTcourt = 35.55°C),完全越过懒散阈值,并持续到他们的体温达到逃避行为的阈值(BTescape)。观察到BTcourt与BTescape没有显著差异,这表明求偶的雄性不会在中间温度下停止繁殖活动。相反,雄性会继续求偶行为,直到他们的体温触发与没有交配机会时相同的紧急逃避反应。因此,交配机会的存在似乎抑制了懒散行为的自愿体温调节,使雄性能够在否则会促使它们寻找庇护所和停止活动的温度范围内保持活跃。尽管野外观察到的懒散行为与BTescape测试中的不活跃期之间的联系是从行为一致性推断出来的,而非直接实验测量,但Thot体温的一致性和野外懒散行为与加热室中逃避前的不活跃行为之间的明显行为平行性支持了这一解释。红侧束带蛇是一种典型的季节性爆发性繁殖物种,其大规模的交配聚集导致了激烈的交配机会竞争(Arak, 1983; Bradbury & Gibson, 1983; Erisman et al., 2017)。由于短暂的4-6周交配期是整个种群的唯一年度繁殖机会(Garstka et al., 1982),雄性无法等待条件改善,也不能通过进食来补充能量储备(O'Donnell et al., 2004)。这种情境依赖的行为转变的重要性因该物种的繁殖生态而加剧。在这种情况下,继续在高于自愿体温调节阈值的体温下求偶不仅具有进化意义,而且可能是必要的,因为因热应激而提前终止求偶的个体将被其他雄性彻底超越。该物种极其一致的致命温度最大值可能促进了这种高度精细的温度调节行为可塑性,因为存在非常一致的致命温度最大值使个体能够敏锐地意识到自己的热风险,并只需最小的温度缓冲就能逃离潜在的致命热条件。

4.3 转录反应代表了支持热风险行为的生理可塑性

我们在暴露于高低温后1小时内观察到了转录反应。这些反应在体温低于行为转换阈值时被激活,并且在达到临界温度极限之前就已经开始了,表明分子保护机制是在预测热损伤之前而不是在应对热损伤时起作用的。具体来说,转录反应在蛇类积极进行求偶行为的体温范围内就已经活跃。虽然我们可以得出结论,热应激导致了可观察到的组织特异性或普遍性的基因表达变化,但我们只能对这些发现的确切生理功能或进化意义进行推测。在所有组织中,编码热休克蛋白的基因表达随着高温和低温的升高而增加,表明无论方向或组织如何,热保护都普遍增强了。这种表达模式可能是由于洞穴中的热环境造成的,在同一天内温度可能从冰点以下波动到致命的高温,需要分子热保护机制是普遍的,而不是仅针对高温或低温。然而,这种模式也可能是一种更广泛保守的进化机制,因为热休克蛋白(HSPs)通常被认为可以保护生物体免受热和冷损伤(Howarth & Ougham, 1993; Goto & Kimura, 1998; Zhao et al., 2014; Lindquist & Craig, 1988; Feder & Hofmann, 1999)。功能富集分析揭示了组织特异性和温度特异性的基因表达模式,这似乎反映了在热应激下的功能优先级,并与维持生存和繁殖能力的生理需求相一致。肝组织显示出最多的差异表达(135个总差异表达基因(DEGs),这与它在应激期间的多种代谢和解毒作用相关(Dou et al., 2021)。心脏组织显示出最弱的反应(47个总DEGs),表明维持心脏稳定性可能优先于转录灵活性(Drown et al., 2022)。脑组织表现出中等的差异表达(60个总DEGs),可能是在平衡维持求偶活动所需的临界神经功能、持续的行为体温调节以及进行风险评估和决策以平衡求偶努力和热风险之间的需求。最后,睾丸组织显示出中等程度的转录反应(95个总DEGs),可能反映了保护储存的精子免受热损伤的需求,同时维持形成交配塞所需的分泌物生产(Friesen et al., 2013),因为这两个功能对于成功繁殖至关重要。在脑组织中,热应激导致与代谢过程和RNA/DNA生物合成相关的基因下调,这可能表明了一种节能策略,在体温接近临界值时减少能量消耗的过程。在冷应激下,结构功能和染色质组织的上调可能表明了功能或结构可塑性的激活。有趣的是,对冷应激下调的基因与代谢过程相关,而同时上调的基因与代谢过程的负调节相关。这些相反的差异表达模式似乎都导致了代谢过程的抑制。因此,当体温下降时,转录和代谢并不是简单地减少,而是转录积极增加以进一步抑制多种代谢过程。心脏组织显示出最保守的转录反应,在热应激下上调蛋白质分解过程,在冷应激下上调翻译过程。这种受限制的反应与在热应激期间维持心脏稳定性和循环的需要一致,因为心血管功能对于体温调节的热分布和持续的繁殖活动至关重要。肝脏在热应激下表现出最广泛的转录可塑性,上调了代谢、分解和细胞信号过程,同时在冷应激下下调了膜组织和脂质运输。在冷应激下,肝脏优先表达了基因表达机制和RNA处理。这种广泛的转录灵活性反映了肝脏在热应激期间的代谢稳态和解毒中的核心作用,支持了整个春季繁殖期间的能量需求和长期繁殖努力。

4.4 表型可塑性作为选择的目标

表型可塑性本身是一种进化出来的特征,选择不仅作用于平均特征值,还作用于特征与环境在各种环境中的相互作用,以产生允许个体在不同环境中优化适应度的反应规范(Dobzhansky, 1950; Pigliucci, 2001; Via & Lande, 1985; West-Eberhard, 2003)。雄性T. s. parietalis的热生物学与温度依赖性的反应规范一致,这些规范允许个体在不同热和行为环境中动态平衡生存和繁殖的竞争需求。在特定温度阈值(Thot、BTescape和BTcourt)观察到的行为转变表明,这些不仅仅是生理限制,而是可能在不同热环境中受到选择的功能性反应。当体温超过BTcourt时,从求偶行为转变为逃避行为,这与解决互斥表型特征之间冲突的进化优先规则框架一致(Lima & Dill, 1990; McNamara et al., 1999)。在这个系统中,支配雄性热行为的优先规则似乎很直接:当积极求偶时,雄性会保持求偶行为,直到体温接近临界热最大值(即致命温度),此时,以生存为导向的体温调节占优先地位。这个切换阈值的位置使得雄性在达到致命温度之前最大化繁殖努力,同时保持狭窄的安全边际。在较低体温时切换到体温调节行为的雄性会牺牲繁殖机会给愿意接受更高热风险的竞争者,而在较高体温时切换的雄面临更大的死亡风险,并完全牺牲未来的繁殖潜力。这个切换阈值与致命温度之间的狭窄边际表明了强烈的优化、严格的限制或两者兼有。此外,组织和服务温度处理中热休克蛋白的普遍上调表明,生理可塑性可能已经进化出来,以协同支持行为上的冒险行为,而不仅仅是应对热损伤(Feder & Hofmann, 1999; Lindquist & Craig, 1988)。这种预期的分子反应似乎与行为转换协同工作,使雄性能够在接近致命温度时继续求偶。这种反应的时机至关重要,因为个体不能等到失去运动控制后再采取体温调节行为。通过在远低于致命最大值的体温时激活保护机制,转录可塑性创建了一个分子安全缓冲,支持了求偶期间观察到的风险行为决策。这代表了一种预期适应还是外温动物共有的保守压力反应机制,仍然是一个未解之谜。然而,我们观察到的一致性和时机证明了生理和行为可塑性之间的功能协调。

4.5 可塑性缓冲和可能对进化适应潜力的影响

雄性束带蛇表现出的极端行为和生理可塑性可能会对进化潜力产生复杂而矛盾的影响。可塑性可以通过允许表型调整来缓冲种群对环境变化的影响,而无需基因变化,从而可能减轻对可能作为适应性进化基础的基因变体的选择压力(Ghalambor et al., 2007; Price et al., 2003)。如果可塑性使具有不同基因型个体能够在一系列热条件下取得成功,这可能会在维持遗传变异的同时,减少选择对热耐受性特征的即时效果。因此,能够动态和适当地调整热行为并同时迅速进行转录反应的个体可能在一系列热条件下取得成功,从而可能减少那些本来会带来进化优势的基因型的好处。尽管缓冲效应可能在短期内维持种群稳定,但如果环境条件超出生物体的可塑性反应范围,也可能限制其长期适应能力(Chevin等人,2010年)。热行为阈值与临界温度上限之间的狭窄差距表明,行为和生理的可塑性可能已经接近其进化极限(Bennett等人,2021年)。因此,环境的持续升温可能会很快超过生物体的可塑性补偿能力,从而使遗传变异直接受到选择压力的影响(Gunderson & Stillman,2015年)。即便如此,表型可塑性和遗传变异的进化能力仍比这两种机制单独作用时提供更多的适应灵活性(West-Eberhard,2003年)。目前这个种群在热耐受性特征方面的遗传变异水平是否足以应对这样的选择压力尚不清楚。未来研究基因型与环境之间的相互作用(G × E)将有助于阐明遗传变异如何影响热表现,以及种群如何应对持续的环境變暖。

**5 结论**
本研究表明,雄性红侧带蛇在极端热环境中积极觅食,同时最大化繁殖机会。我们的综合方法揭示了行为和生理可塑性如何同时发挥作用,以在严厉的热限制条件下平衡生存和繁殖,从而缓解这一重大进化权衡的影响。多变的环境有利于可塑性的进化,而不是单一性状的最优化(Pigliucci,2001年;West-Eberhard,2003年)。因此,选择压力直接作用于反应模式,塑造了不同热环境和繁殖条件下的平均热响应和表型状态。这些概念通过雄性T. s. parietalis的例子得到了清晰展示,它展示了多种进化过程如何相互作用产生复杂的适应性表型。精确的热决策能力、快速的生理响应速度以及行为转换的情境依赖性,都表明了对竞争选择压力的进化性应对策略。其结果是形成了一个高度精细调整的系统,使个体能够在炎热危险的环境中最大化繁殖努力,同时优化生存。

**作者贡献**
David L. Hubert、Ehren J. Bentz和Robert T. Mason提出了研究思路并设计了方法;David L. Hubert和Ehren J. Bentz收集了数据;David L. Hubert和Ehren J. Bentz分析了数据;David L. Hubert和Ehren J. Bentz负责撰写了手稿。所有作者都对草稿提供了重要贡献,并最终批准了论文的发表。

**致谢**
所有实验程序均得到了俄勒冈州立大学机构动物护理和使用委员会的批准(协议编号4818)。在加拿大的实地研究是在曼尼托巴省野生动物科学许可证WB16264的授权下进行的。部分研究资金由美国国家科学基金会研究生研究奖学金(1840998)提供。我们感谢曼尼托巴省野生动物和渔业部门允许我们使用Chatfield研究站。

**利益冲突声明**
作者声明与本论文无关的任何利益冲突。

**数据可用性声明**
所有序列数据均可在NCBI BioProject PRJNA1357357中获取。所有分析和图表代码以及补充表格均存储在Zenodo仓库中:https://doi.org/10.5281/zenodo.19897437(未来的更新可在https://github.com/hubertdl/Tsp-Surviving-and-Thriving找到)。

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