宋巧英|张坤鹏|孔玲琪|叶一凡
安阳工业大学生物技术与食品科学学院，黄河路，安阳455000，中国
**摘要**
溃疡性结肠炎（UC）是一种慢性炎症性肠病，其发病机制复杂，涉及炎症失衡、氧化应激、肠道微生态紊乱和代谢异常。本研究旨在探讨TKP-1对UC的治疗效果及其潜在机制。UC小鼠被给予不同剂量的TKP-1或阳性药物柳氮磺胺吡啶（SASP）进行治疗。通过检测疾病活动指数（DAI）、体重、食物摄入量、水分摄入量和排便状况来评估治疗效果。同时检测炎症因子、抗氧化指标、结肠组织形态、肠道菌群和血清代谢组学，以阐明干预机制。结果表明，TKP-1以剂量依赖的方式缓解了UC症状，降低了DAI评分，改善了体重减轻和营养摄入情况，并减轻了腹泻和便血。它调节了炎症平衡（下调TNF-α、IL-6；上调IL-10），增强了抗氧化能力（增加SOD、GSH-Px；降低MDA），修复了结肠组织损伤并恢复了肠道黏膜屏障功能。此外，TKP-1重塑了肠道菌群稳态，调整了菌群组成并提高了微生物网络稳定性，并通过调节氨基酸和短链脂肪酸代谢逆转了代谢紊乱。总之，TKP-1通过多途径调节发挥抗UC作用，为其作为潜在UC治疗剂的临床应用提供了实验依据。
**1. 引言：溃疡性结肠炎**
溃疡性结肠炎（UC）是一种慢性非特异性炎症性肠病（IBD），其特征是持续的结肠黏膜炎症、侵蚀和溃疡（Jiang & Miao, 2023; M'Koma, 2013）。其发病机制复杂且尚未完全明了，但普遍认为是由多种因素的协同作用引起的，包括遗传易感性、免疫功能障碍、肠道菌群失调、环境因素和代谢异常（Xavier & Podolsky, 2007），其中肠道微生态和代谢稳态失衡是核心驱动因素（Liu & Stappenbeck, 2016）。目前UC的临床药物主要包括5-氨基水杨酸盐、糖皮质激素、免疫抑制剂和生物制剂（Tambovtseva et al., 2025）。只有20%–30%的患者通过诱导治疗达到临床缓解，且疾病进展和复发无法有效预防。因此，开发针对病因的新安全高效治疗策略是UC研究的迫切需求。
作为天然大分子化合物，植物多糖具有优异的生物相容性、低毒性和多种药理活性，包括抗炎、抗氧化和免疫调节作用（Zhang et al., 2022）。此外，它们通过多靶点和多途径作用模式发挥功能，因此在UC治疗研究中展现出独特的优势和广泛的应用前景（Wang et al., 2024）。大量研究表明，植物多糖对UC的保护作用与调节肠道菌群结构、修复肠道黏膜屏障、调节炎症信号通路和改善代谢紊乱密切相关（Zhang, Ji et al., 2025）。在这些机制中，通过重塑肠道微生态平衡实现的治疗效果已成为研究热点。
肠道微生物群是人类肠道微生态系统的核心组成部分，主要由四个门类组成：厚壁菌门、拟杆菌门、变形菌门和放线菌门（Sender et al., 2016）。在生理条件下，所有微生物类群保持动态平衡，并参与多种生理过程，包括营养代谢、肠道屏障构建和免疫功能调节。相比之下，肠道菌群失调是UC患者的常见特征，表现为有益细菌数量显著减少和病原菌过度增殖（Liu, Guo, & Wang, 2024）。这种失衡破坏了肠道黏膜屏障的完整性，引发了持续的炎症反应和免疫紊乱。同时，肠道微生物群的代谢功能失调导致内源性代谢物谱异常，进一步通过调节炎症通路、氧化应激和免疫细胞激活加剧了肠道黏膜损伤（Jiang & Miao, 2023）。代谢组学技术可以准确捕捉这些代谢异常，从而为识别UC生物标志物和治疗靶点提供有效方法。
**2. 材料与方法**
2.1. 材料与试剂
Trichosanthes kirilowii Maxim. 来自安阳工业大学。硫酸葡聚糖钠（DSS），分子量36,000–50,000 Da（MP Biomedicals，美国，目录编号：0216011080）。柳氮磺胺吡啶（SASP）粉末（纯度≥98%，购自上海源叶生物技术有限公司，产品编号：S20821）。酶联免疫吸附测定试剂盒由中国Solabio Technology Co., Ltd.生产。
2.2. 多糖的提取与纯化
2.2.1. 从Trichosanthes kirilowii Maxim中提取粗多糖
去除杂质、彻底冲洗和脱水后，将Trichosanthes kirilowii Maxim研磨成细粉。该粉末通过0.25毫米筛网过滤，然后用去离子水以固液比1:20（w/v）在60°C下提取1小时。所得水提取物使用分子量截留值（MWCO）为50 kDa的超滤膜进行分离。超滤后的保留物在减压条件下浓缩，然后冷冻干燥。将适量冷冻干燥产物溶解在去离子水中，制备浓度为10 mg/mL的溶液。缓慢加入无水乙醇，直至最终乙醇浓度达到80%（v/v）。混合物在4°C下孵育12小时（过夜），然后离心收集沉淀物，再将其溶解在去离子水中。使用Sevag试剂去除溶液中残留的蛋白质。最终，将处理后的溶液冷冻干燥得到粗多糖，记为TKP（Jing et al., 2024）。
2.2.2. TKP的分离与纯化
TKP样品重新溶解在蒸馏水中，然后在10,000 rpm下离心10分钟。在上样到色谱柱之前，上清液通过0.45-μm水相过滤膜过滤。将1 mL TKP溶液加载到预处理的DEAE-52纤维素色谱柱（2.6 cm × 20 cm）上。随后，用蒸馏水平衡色谱柱，再用不同浓度的蒸馏水和NaCl溶液（0, 0.1, 0.2, 和0.4 mol/L）进行梯度洗脱。将不同的多糖组分收集到试管中，每管5 mL洗脱液。采用酚-硫酸法在490 nm波长下测定每个收集样品的吸光度，据此构建洗脱曲线。最终得到两种不同的多糖组分。之后，主要组分（TKP-1）通过Sephadex G-100柱（1.6 cm × 40 cm）进一步纯化，并绘制相应的洗脱曲线。TKP-1由六种糖醇衍生物组成：→3)-D-Galp-(1→, D-Glcp-(1→, →4)-D-Manp-(1→, →6)-D-Galp-(1→, →4)-D-Galp-(1→, 和 →4,6)-D-Manp-(1→（图S1）。
2.2.3. UC小鼠模型的建立及TKP-1干预
从北京维塔尔河实验动物技术有限公司购买了60只雌性SPF C57BL/6小鼠（6–8周龄，18–22克）（动物许可证编号：SCXK (Jing) 2024–0001，动物伦理批准编号：IRM-DWLL-2022250）。适应喂养1周后，小鼠被置于控制条件下：温度（22 ± 2）°C，相对湿度（55 ± 5）%，12小时光照/黑暗周期，自由摄取标准饲料和水。每天监测体重、饮食和排便情况，实验前排除异常小鼠（Hu et al., 2020）。
适应喂养期后，小鼠随机分为正常对照组（NC组，n = 10）和UC模型组（模型组，n = 50）。NC组小鼠连续10天自由摄取生理盐水，并每天记录体重、粪便稠度和便血情况（Katsandegwaza et al., 2022）。
UC模型使用3.5%（w/w）DSS溶解在无菌盐水中建立。小鼠自由饮用DSS溶液7天，随后恢复3天生理盐水。每天监测体重（精确到0.01克）、粪便稠度和便血情况。体重变化率计算公式为：[(每日体重 - 初始体重) / 初始体重] × 100%。
每日疾病活动指数（DAI）评分根据先前报道的方法进行评估。评分标准包括：
- 体重变化率：0（无损失），1（1%–5%），2（5%–10%），3（10%–15%），4（>15%）；
- 粪便稠度：0（正常），2（半稀），4（水样）；
- 便血：0（无），2（隐血阳性），4（大量出血）。
总DAI分数是三个指标的平均值，范围为0到4，分数越高表示结肠炎症越严重。在模型建立的第10天，当模型组的平均DAI评分≥2.0时，认为UC模型成功建立。然后将模型小鼠随机分为5个亚组：模型对照组（MC）、阳性对照组（PC）、高剂量TKP组（TKP-H）、中等剂量TKP组（TKP-M）和低剂量TKP组（TKP-L）。
所有组均通过0.8毫米直径的无菌灌胃针进行腹腔注射。给药体积设定为0.2 mL/10克体重，根据个体体重进行调整。从模型建立的第11天开始，每天固定时间（9:00–10:00）进行一次灌胃，连续14天。每次给药后，小鼠禁食2小时，自由饮水。根据初步实验，各组的给药具体内容如下：
- NC组：连续14天灌胃等体积的无菌生理盐水；
- MC组：UC模型小鼠，连续14天灌胃3.5%（w/w）DSS；
- PC组：连续14天灌胃100 mg/kg柳氮磺胺吡啶（SASP）悬浮液；
- TKP-H组：连续14天灌胃200 mg/kg TKP-1悬浮液；
- TKP-M组：连续14天灌胃100 mg/kg TKP-1悬浮液；
- TKP-L组：连续14天灌胃50 mg/kg TKP-1悬浮液。
连续给药14天后，小鼠禁食12小时，自由饮水。第二天早上通过颈椎脱位处死小鼠，立即收集样本：采集眼眶血液检测血清炎症因子；解剖结肠测量长度、进行HE染色和肠道微生物群/代谢组学分析。所有样本处理在30分钟内完成，以防止体外降解。
2.2.4. 血清炎症因子检测
从每只小鼠的眼眶窦采集2 mL血液，放入无抗凝剂的离心管中。室温下静置2小时后，以3000 rpm和4°C离心15分钟。将上清液吸入无菌EP管中，随后严格按照试剂盒说明进行检测。
2.2.5. 血清抗氧化水平测定
禁食的小鼠血清样本在4°C下离心（12,000 prm, 10分钟）。根据制造商协议稀释后，使用比色法测定抗氧化生物标志物SOD、GSH-Px和MDA的浓度。
2.2.6. 结肠组织的形态学检查
切除0.5厘米的结肠中部，用生理盐水彻底冲洗并吸干表面水分。然后在4°C下用4%甲醛固定剂固定24小时，随后按照先前方法进行后续处理（Lee et al., 2021）。在400倍显微镜下观察结肠组织的形态变化。对于每个组，随机选择了5个切片，每个切片中选择了5个视野。使用ImageJ软件分析了黏膜厚度和隐窝数量；根据组织学活动指数（HAI）标准进行了定量评分（总分为0-11分），包括黏膜完整性指标（0-2分）、炎症细胞浸润（0-3分）、隐窝损伤（0-3分）和固有层水肿（0-3分）。2.2.7. 肠道微生物群分析在小鼠被处死后，立即收集大约50毫克的结肠内容物（粪便）到无菌冷冻小瓶中，并储存在-80°C。按照DNA提取试剂盒的说明提取基因组DNA。使用超微量紫外分光光度计确定提取DNA的纯度和浓度：A260/A280比值为1.8-2.0的DNA被认为是合格的，浓度要求≥50 ng/μL。随后，使用基因组DNA作为模板，针对16S rRNA基因的V3-V4可变区域进行PCR扩增，反应体系为25 μL。扩增产物通过1.5%琼脂糖凝胶电泳进行验证（目标片段大小约为468 bp），并在回收和纯化后测量其浓度。纯化的PCR产物按等量混合以构建测序文库，然后在Illumina MiSeq平台上进行双端测序（Li等人，2024年）。测序数据经过质量控制过滤和操作分类单元（OTU）聚类（相似度为97%）。分析了α多样性（Shannon指数、Simpson指数、Chao1指数）和β多样性（主坐标分析，PCoA）。统计计算了微生物群在门和属水平的相对丰度，并筛选出组间的差异属。使用R软件（版本4.2.0）进行了可视化分析。2.2.8. 结肠组织代谢组学分析将5毫升血清放入研磨管中。加入500微升提取液（甲醇：乙腈：水=2:2:1，含有2微克/毫升的内标），然后涡旋振荡30秒。样品在冰浴中进行超声提取30分钟（功率：200瓦，间隔：3秒），然后在-20°C下静置孵育1小时。在13,000转/分钟和4°C下离心15分钟后，将上清液吸入注射小瓶中，用于UPLC-MS/MS分析。2.3. 统计分析所有测试数据表示为三次试验的平均值±标准差（平均值±标准差，n=3）。使用GraphPad Prism 8.02软件进行单因素方差分析（one-way ANOVA），p<0.01和p<0.05表示组间存在显著差异。3. 结果3.1. TKP-1对UC模型小鼠生理状态和DAI评分的影响如图1(A)所示，TPK-1的洗脱曲线显示出一个单一的窄而对称的峰，表明TPK-1的均匀性。在建模的第10天，MC组小鼠的平均DAI评分为2.87，显著高于NC组（0.21±0.08）（P<0.01）。同时，MC组表现出UC的典型症状，包括显著的体重下降（下降率为12.34%±1.56%）、水样腹泻和肉眼可见的血便，表明UC模型成功建立。连续给药14天后，每个给药组的小鼠总体状况比MC组有所改善（图1B）。相比之下，TPK-H组、TPK-M组和PC组的体重下降率分别降至（4.12%±0.98%）、（6.75%±1.12%）和（4.36%±1.03%），其DAI评分分别降至1.02、1.68和0.95，具有统计学上的显著差异（P<0.05）（图1C）。这些结果表明，TPK-1以某种剂量依赖的方式对UC模型小鼠的生理状态具有缓解作用。下载：下载高分辨率图像（399KB）下载：下载全尺寸图像图1. TKP-1的洗脱曲线（A）以及TPK-1对UC模型小鼠生理状态的影响（n=10）。(B) DAI评分，(C) 体重下降率，(D) 体重，(E) 食物摄入量，(F) 水分摄入量。不同字母表示组间存在显著差异（p<0.05）。3.2. TKP-1对UC模型小鼠体重、食物摄入量、水分摄入量和排便状态的影响在建模期间，MC组小鼠的体重持续下降。在建模的第10天，它们的平均体重为19.23克，显著低于NC组（P<0.05）（图1D）。MC组的每日食物摄入量和水分摄入量也显著低于NC组（P<0.05）（图1E-F）。此外，MC组表现出异常的排便状态，水样粪便的发生率为100%，肉眼可见的血便发生率为80%。连续给药14天后，所有给药组的上述指标都有不同程度的改善。TPK-H组和PC组的体重恢复到（22.34±1.12）克和（22.56±1.18）克，每日食物摄入量增加到3.45克和3.51克，每日水分摄入量分别增加到5.32毫升和5.41毫升，均接近NC组的水平（P<0.05）（图1D-F）。它们的排便状态基本恢复正常，水样粪便的发生率降至10%和8%，未观察到肉眼可见的血便。TPK-M组的体重、每日食物摄入量和每日水分摄入量显著高于MC组（P<0.05），水样粪便的发生率降至30%，未观察到肉眼可见的血便。在TPK-L组中，仅每日食物摄入量和水分摄入量略有增加（P<0.05），体重没有显著恢复（P>0.05）。这可能是因为TPK-1未达到能够显著促进体重恢复的有效剂量。否则，水样粪便的发生率仍达到60%，偶尔观察到肉眼可见的血便。这些结果表明，TPK-1可以以剂量依赖的方式改善UC模型小鼠的营养摄入和排便状态，并减轻疾病引起的体重下降。3.3. TKP-1对UC模型小鼠血清中炎症因子和抗氧化指标的影响与NC组相比，MC组血清中的促炎因子TNF-α（190.2±8.5 pg/mL）和IL-6（128.7±6.3 pg/mL）的水平显著升高（P<0.05），而抗炎因子IL-10（32.5±4.1 pg/mL）的水平显著降低（P<0.05）。此外，抗氧化指标SOD（85.3±5.2 U/mL）和GSH-Px（126.8±7.4 U/mL）的活性显著降低（P<0.05），MDA（5.8±0.4 nmol/mL）的含量显著升高（P<0.05）。在所有接受TPK治疗的组和PC组中，上述指标均显著逆转。同时，SOD、GSH-Px的活性和MDA的含量也恢复到接近NC组的水平（P<0.05）（图2）。这些发现表明，TPK-1通过调节炎症因子的平衡和增强机体的抗氧化能力来缓解UC模型小鼠的炎症反应。下载：下载高分辨率图像（380KB）下载：下载全尺寸图像图2. TKP对UC模型小鼠血清中炎症因子和抗氧化指标的影响。(A) TNF-α，(B) IL-6，(C) IL-10，(D) SOD，(E) GSH-Px，(F) MDA。不同字母表示组间存在显著差异（n=5，p<0.05）。3.4. TKP-1对UC模型小鼠结肠组织形态和HAI评分的影响在NC组中，小鼠的结肠组织形态完整，黏膜和黏膜下层结构清晰，隐窝排列规则，没有炎症细胞浸润或水肿（图3A）。在MC组中，结肠长度显著缩短，HAI评分达到7.89（P<0.05），结肠黏膜出现广泛的上皮缺陷和大量的隐窝破坏，伴有严重的固有层水肿和炎症细胞浸润延伸到肌肉层和浆膜层。在给予TPK-1后，TPK-H组、TPK-M组和PC组的结肠长度在一定程度上得到恢复，其HAI评分分别降至2.34、4.12和2.15（P<0.05）（图3C-D）。结肠黏膜的完整性显著恢复，隐窝数量增加，炎症细胞浸润和水肿的程度显著减轻（图3B）。ImageJ软件分析显示，TPK-H组的黏膜厚度和隐窝数量显著高于MC组（P<0.05）。TPK-L组在结肠长度和HAI评分方面没有显著改善（P>0.05）。这些结果表明，TPK-1可以以剂量依赖的方式修复受损的结肠组织形态并减轻UC模型小鼠的肠道黏膜炎症损伤。下载：下载高分辨率图像（696KB）下载：下载全尺寸图像图3. TKP-1对UC模型小鼠结肠组织形态和HAI评分的影响。(A) 结肠的宏观形态。(B) H&E染色的结肠组织切片。(C) 结肠长度。(D) 不同组的HAI评分。不同字母表示组间存在显著差异（n=5，p<0.05）。3.5. TKP-1对UC模型小鼠血清代谢组学的影响图S2显示了随时间变化的总离子信号强度。为了揭示不同组小鼠代谢谱的显著差异，采用了PCA和OPLS-DA分析。结果显示，三组样本在评分图中表现出明显的分离趋势，表明UC建模和TPK-H干预显著改变了小鼠的整体代谢模式。MC组和NC组之间的代谢谱完全分离，证实了UC模型引起的代谢紊乱具有系统性特征（图4A）。在OPLS-DA分析中，MC组和TPK-H组在评分图中表现出完全分离的分布，表明TPK-H干预可以显著逆转UC模型小鼠的代谢紊乱（图4B）。PC组和TPK-H组之间的代谢谱也存在显著差异，表明TPK-H和该阳性药物可能在代谢调节机制上有所不同（图4C）。下载：下载高分辨率图像（406KB）下载：下载全尺寸图像图4. TKP-1对UC模型小鼠血清代谢组学的影响。(A-C) 不同组小鼠的PCA评分图和OPLS-DA评分图（n=5）。(D) 比较分析中显著富集的代谢途径的气泡图（n=5）。(E) 比较分析中前25个富集代谢物的气泡图（n=5）（左：PC组 vs TKP-H组；右：MC组 vs TKP-H组，n=5）。代谢途径富集分析（图4D-E）系统地揭示了TPK-H对UC模型小鼠代谢网络的调节特性。在“PC vs TKP-H”的比较中，TPK-H显著富集了苯丙氨酸、酪氨酸和色氨酸的生物合成，以及色氨酸代谢、丁酸代谢和丙酸代谢等途径。在“MC vs TKP-H”的比较中，色氨酸代谢、精氨酸和脯氨酸代谢以及丙氨酸、天冬氨酸和谷氨酸代谢等氨基酸代谢途径显著富集。此外，丁酸代谢、丙酸代谢和谷氨酰胺和谷氨酸代谢等途径的富集进一步表明TPK-H对UC模型小鼠代谢紊乱的逆转作用。3.6. TKP-1对UC模型小鼠肠道菌群结构的影响如图5(A)所示，Venn图分析显示所有组共有645个核心OTU，表明这些是在不同干预条件下小鼠的共同肠道微生物群。同时，MC组具有最多的独特OTU，而TPK-1干预组和PC组的独特OTU较少。肠道微生物群的稀释曲线显示所有曲线都达到了平台期，表明测序深度覆盖了样本中的绝大多数物种，足以进行后续分析（图5B）。Rank-Abundance曲线显示NC组的曲线最平坦，覆盖范围最广，而MC组的曲线斜率最陡，覆盖范围最窄。此外，随着TPK-1剂量的增加，TPK-1剂量组的曲线形态逐渐接近NC组（图5C）。这些结果表明，UC建模不仅降低了微生物的丰富度，还加剧了微生物物种的不均匀分布，而TPK干预有效地改善了微生物的均匀性和物种多样性。下载：下载高分辨率图像（841KB）下载：下载全尺寸图像图5.肠道微生物组成的分析。(A) 文氏图分析（n = 5）。(B) 肠道微生物群的稀释曲线（n = 5）。(C) 秩-丰度曲线（n = 5）。(D) α多样性分析（n = 5）。(E) β多样性分析（n = 5）。(F) 肠道微生物在门级上的组成变化（n = 5）。(G) 肠道微生物在属级上的组成变化（n = 5）。(H) 微生物群物种树（n = 5）。(I) 共现网络分析（n = 5）。α多样性箱线图（图5D）显示，MC组的Shannon、Simpson和Chao1指数显著低于NC组（P < 0.05），而TKP-1剂量组则剂量依赖性地增加了这些多样性指数，表明UC模型显著降低了肠道微生物群的丰富度和均匀性，TKP-1干预有效改善了微生物群的α多样性。进一步的PCoA分析（图5E）表明，NC组和MC组在PCoA图中完全分离，而TKP-1剂量组随着剂量的增加逐渐向NC组聚集。这一结果证实了TKP可以通过重塑肠道微生物群的β多样性来恢复紊乱的微生物群结构。在门级别上，NC组主要由Firmicutes和Bacteroidota主导，而MC组导致Firmicutes丰度显著减少和促炎Proteobacteria的扩张。TKP-1治疗剂量依赖性地恢复了Firmicutes的水平并抑制了Proteobacteria的过度生长，其中TKP-H组表现出最接近NC组的门级微生物群结构。在属级别上，MC组显示有益属（Muribaculaceae）减少和促炎类群（Helicobacter）增加，而TKP-1干预以剂量依赖性方式逆转了这些变化——恢复了Muribaculaceae和Lachnospiraceae_NK4A136组的丰度并抑制了促炎属。微生物群物种树（图5H）揭示了各组之间的系统发育差异。NC组主要由Firmicutes（Muribaculaceae, Lachnospiraceae）主导，而MC组显示促炎Proteobacteria分支扩展和有益Muribaculaceae收缩。TKP-1剂量依赖性地逆转了这些变化，其中TKP-H组的微生物群系统发育与NC组最为相似。共现网络分析（图5I）显示，NC组具有以正相关（绿色）为主的稳定网络，而MC组显示出增加的负相关（红色）链接，表明生态失衡。TKP-1干预恢复了正相关比例和节点连通性，从而增强了肠道微生态系统的稳定性。
3.7. 肠道微生物群与代谢物的相关性分析
为了进一步阐明TKP-1在UC模型小鼠中调节肠道微生物群与血清代谢物之间相互作用的内在机制，进行了皮尔逊相关性分析、共现网络分析和冗余分析（RDA）。皮尔逊相关性热图（图6A）显示，包括Muribaculaceae、Lachnospiraceae_NK4A136组和Lactobacillus在内的有益属与色氨酸、丁酸、丙酸、精氨酸以及脯氨酸、丙氨酸、谷氨酸和谷氨酰胺等各种氨基酸表现出显著的正相关（P < 0.05）。相比之下，促炎属Helicobacter和Bacteroides与上述代谢物表现出显著的负相关（P < 0.05）。共现网络分析（图6B）直观地可视化了微生物群与代谢物之间的协同关联：Muribaculaceae和Lachnospiraceae_NK4A136组通过正相关链接与丁酸、丙酸、色氨酸和谷氨酰胺等代谢物紧密相连，而Helicobacter和Bacteroides通过负相关链接与这些有益属和代谢物形成对抗关系。RDA（图6C）表明，前两个排序轴解释了微生物群和代谢物总方差的66.7%。具体来说，Muribaculaceae和Lachnospiraceae_NK4A136组与丁酸、丙酸和色氨酸等代谢物一起驱动了NC组和TKP-H组的聚类，而Helicobacter和Proteobacteria主导了MC组样本的分布。总体而言，这些结果表明TKP-1可以通过重塑肠道微生物群结构来逆转UC模型小鼠的代谢紊乱。
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图6. 经TKP-1处理的UC小鼠中肠道微生物群与血清代谢物的相关性分析。(A) 微生物群-代谢物相关性热图。(B) 微生物群-代谢物共现网络。(C) 微生物群和代谢物的RDA。*P < 0.05
4. 讨论
UC是一种病因不明且反复发作的慢性炎症性肠病，其发病机制与肠道炎症失衡、氧化应激损伤、肠道微生态失调和代谢异常密切相关（Kaplan, 2015）。本研究建立了UC小鼠模型，以系统探索TKP-1对UC小鼠生理状态、结肠组织损伤、炎症因子、抗氧化能力和肠道菌群的影响，旨在阐明其潜在的干预机制并为临床应用提供实验依据。DAI评分、体重变化和排便状况是评估UC模型建立成功性和药物干预效果的直观指标（Keshteli et al., 2019）。在本研究中，MC组的小鼠表现出显著升高的DAI评分，以及明显的体重减轻、水样腹泻和肉眼可见的血便，证实了UC模型的成功建立。TKP-1干预后，所有给药组的小鼠整体状况显著改善，表现为体重减轻率降低和DAI评分显著下降。因此，TKP-1可以有效缓解UC小鼠的疾病活动并改善疾病相关症状，这与先前研究中报道的天然活性成分在UC干预中的治疗效果一致（Li et al., 2023）。进一步分析表明，TKP-1显著增加了食物和水的摄入量，减少了水样腹泻的发生，并消除了UC小鼠的肉眼可见的血便，表明它不仅减轻了肠道炎症，还改善了小鼠的营养摄入状况，从而为UC的营养支持治疗提供了新的见解（Cui et al., 2021）。
肠道炎症失衡是UC发病机制的核心环节（Shi et al., 2025）。促炎因子的过度释放以及抗炎因子分泌的减少加剧了肠道黏膜损伤，形成了炎症的恶性循环（Zhou et al., 2025）。同时，增强的氧化应激进一步损害了肠道黏膜屏障的完整性，从而加重了炎症损伤（Zhang, Tan, et al., 2025）。本研究的结果显示，MC组小鼠的血清TNF-α和IL-6水平显著升高，IL-10水平显著降低，抗氧化酶SOD和GSH-Px的活性降低，MDA含量升高，表明UC模型小鼠存在明显的炎症失衡和氧化应激损伤。相比之下，TKP-1干预显著下调了促炎因子水平，上调了抗炎因子表达，增强了抗氧化酶活性，并降低了MDA含量，这表明TKP-1可能通过调节炎症因子网络的平衡和增强抗氧化能力来缓解肠道炎症反应和氧化应激损伤（Xu et al., 2022）。推测TKP-1可能通过抑制NF-κB信号通路的激活来减少促炎因子的转录和释放，从而协同缓解肠道炎症和氧化应激损伤（Yang et al., 2023）。然而，TKP-1对这些信号通路的具体调节作用需要在后续实验中进一步验证。
结肠组织形态损伤是UC的典型病理特征（Zhong et al., 2022）。肠道黏膜上皮完整性的破坏程度、隐窝损伤和炎症细胞浸润直接反映了疾病的严重程度和药物的修复效果（Zhong et al., 2022）。在本研究中，与MC组观察到的严重炎症反应和氧化应激损伤一致，MC组表现出结肠长度缩短、HAI评分显著升高、结肠黏膜中广泛的上皮缺陷和大量的隐窝破坏，伴有严重的固有层水肿和炎症细胞浸润（Chen et al., 2021）。相比之下，TKP-1干预组恢复了结肠长度，降低了HAI评分，修复了黏膜上皮完整性，增加了隐窝数量，并减轻了炎症细胞浸润和水肿的程度（Wan, Huang, et al., 2024）。结合炎症因子和抗氧化指标的结果，可以推断TKP-1对结肠组织的修复效果与其调节炎症平衡和增强抗氧化能力密切相关（Cui et al., 2022）。
近年来，肠道微生态失调与UC之间的关联引起了广泛关注（Pan et al., 2022）。肠道菌群失调不仅损害了肠道黏膜屏障，还调节了炎症和代谢状态，从而参与了UC的发病机制（Xu et al., 2023）。在本研究中，MC组显示核心OTU数量减少，独特OTU数量显著增加，微生物丰富度和均匀性显著降低（Wan, Qian, et al., 2024）。同时，在门级别上，Firmicutes的丰度降低，而Proteobacteria的丰度增加。在属级别上，有益属如Muribaculaceae和Lachnospiraceae_NK4A136组的丰度降低，而促炎属如Helicobacter的丰度增加（Wu et al., 2024）。同时，微生物的系统发育结构异常，表明内部菌群竞争加剧和生态失衡（Yang et al., 2021）。相比之下，TKP-1干预有效重塑了肠道菌群结构。它恢复了微生物的丰富度和均匀性，上调了Firmicutes的丰度，下调了Proteobacteria的丰度。此外，TKP-1恢复了有益属的定植，抑制了促炎属的增殖，并改善了微生物系统发育结构的稳定性（Ma et al., 2022）。值得注意的是，TKP-1与阳性药物SASP在菌群调节效果上存在差异，这表明两者可能通过不同的菌群调节机制发挥抗UC作用，这也为TKP-1作为新的UC干预药物提供了独特优势。
肠道菌群失调不可避免地导致代谢状态的异常，而代谢组学可以直观反映代谢网络的变化，为揭示药物干预机制提供了重要线索（Ye et al., 2025）。血清代谢组学分析显示，UC模型显著改变了小鼠的整体代谢模式，而高剂量TKP-1干预可以显著逆转这种代谢紊乱。代谢途径富集分析表明，TKP-1主要通过调节氨基酸代谢和短链脂肪酸代谢来发挥其作用。其中，色氨酸代谢通过产生犬尿氨酸等代谢物来调节炎症反应（Liu, Guo, & Wang, 2024）。另一方面，短链脂肪酸为肠道黏膜细胞提供能量并增强肠道黏膜屏障功能（Zheng & Wang, 2022）。它们还抑制了促炎因子的释放，从而缓解了肠道炎症。结合肠道菌群分析的结果，推测TKP-1可能通过重塑肠道菌群结构来调节肠道菌群代谢物的合成和分泌，从而调节氨基酸和短链脂肪酸代谢，这可能是TKP-1干预UC的核心机制之一。
5. 结论
总之，我们的发现表明TKP-1通过多靶点调节炎症调节、抗氧化防御、黏膜屏障修复和肠道微生物群重塑，对UC表现出多方面的保护作用。这些结果为TKP-1作为UC管理的新治疗候选物的转化潜力提供了有力的实验依据。虽然我们已经阐明了TKP-1对肠道微生物群和整体代谢的调节作用，但其与宿主免疫细胞和上皮细胞的相互作用的具体分子机制仍需在单细胞水平上进一步阐明。此外，在临床转化之前，包括潜在的脱靶效应和长期毒性在内的安全性概况需要系统研究。
致谢
作者贡献声明：
宋巧英：撰写——审阅与编辑，撰写——原始草稿，监督，概念化。
张坤鹏：资源，项目管理，方法学，资金获取。
孔玲琪：软件，资源，项目管理。
叶一凡：验证，项目管理，调查，数据管理。
伦理声明：
从北京Vital River实验室动物技术有限公司购买了60只SPF级C57BL/6小鼠，年龄为6-8周，体重18-22克（动物许可证号：SCXK (Jing) 2024–0001）。所有小鼠都经过了一周的适应喂养期。喂养环境控制在（22 ± 2）°C的温度和（55 ± 5）%的相对湿度下，遵循12小时光照/12小时黑暗的昼夜节律。所有努力都旨在尽量减少实验动物的数量，并在实验过程中减少它们的痛苦和不适，遵循实验室动物伦理的3R原则（替代、减少、优化）。喂养环境、实验操作和动物安乐死均按照实验室的标准伦理操作程序进行。
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