摘要
可植入的聚合物网状物用于机械加固组织并稳定人工植入物的手术囊袋，包括心脏植入式电子设备和植入式神经调节器。其功能取决于由相互交织的微纤维和纱线形成的网状结构。通过均匀的抗生素释放涂层可以添加抗菌保护；然而，这些聚合物层会增加网状物的刚性并降低孔隙率和顺应性，从而影响机械性能。另一种策略是从一个独立的、连续的组件中释放药物，而不改变网状物的内在结构特性。为此，开发了一个多物理场结构模型来评估网状物如何影响药物分布和抗菌保护。该模型捕捉了控制可溶性分子在网状物中运动的关键传输现象，并准确预测了抗菌保护的时间和空间范围。体外和体内验证支持使用不同的可植入网状物和药物释放组件来保护植入物界面和手术囊袋免受细菌污染，同时保持网状物结构。
1 引言
心脏植入式电子设备（CIEDs）和神经刺激器受益于机械支持，以避免因位移而失效。可植入网状物具有由受控的多尺度排列的微观纤维生成的三维结构，这有助于早期组织生长并实现稳定[1]。现有的网状物由合成聚合物制成，例如聚乳酸（PLA）、聚（乳酸-羟基乙酸）（PLGA）、聚羟基乙酸（PGA）、聚己内酯（PCL）或聚二氧环酮（PDO）用于可吸收植入物[2, 3]，或聚丙烯（PP）、聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET）、膨胀聚四氟乙烯（ePTFE）或类似材料用于永久性植入物[4]。单个纤维被排列成纱线，一个或多个纱线在空间上有序排列形成网状物[5]。整体结构具有宏观孔隙，并针对预期功能进行了优化设计，例如疝气修复[6, 7]或永久性功能性植入物的保护性包膜，包括CIEDs和神经刺激器[8, 9]。这种多层次结构提供了多种途径来设计网状物对体内遇到的机械刺激的响应，即承受拉伸和应力[10]。同时，开放配置有利于组织生长，这对于稳定手术囊袋和防止设备移位至关重要。纺织组成直接影响网状物表面粗糙度和纱线的固有孔隙率[11, 12]，而聚合物的选择决定了降解特性和预期的组织反应[4]。与所有软组织植入物一样，网状物的部署存在显著的术后并发症风险，其中细菌感染是最常见和严重的[13, 14]。机会性细菌会在手术过程中定植于植入物表面或进入手术囊袋，迅速导致污染，并在几天到几周内发展成明显的囊袋感染，形成生物膜[15-17]。网状物感染需要住院和全身抗生素治疗，这增加了死亡风险，特别是在有基础疾病的患者中[18, 19]。为了降低感染风险，可以将网状物与可溶性抗菌剂结合使用[8]。通过几天内在手术囊袋中持续释放两种抗生素（米诺环素和利福平）来确保最佳性能[8]，这是通过具有均匀药物释放涂层的抗生素网状物实现的（Medtronic的TYRX [20]）。除了涂层外，新型抗生素包膜还包括一个独立的药物释放薄膜，以确保等效的释放曲线（Hylomorph的Vesta [9]）。在这种情况下，网状物结构可能会影响抗生素在时间和空间上的加载和分布。然而，药物-网状物相互作用的机制尚未阐明，从而限制了合理调整网状物结构并优化药物传输和释放的可能性。构成可植入网状物的聚合物纤维具有可忽略的固有孔隙率，这解释了它们的最小液体负载[21, 22]。另一方面，纱线形成了由纤维表面限定的管状介观结构。这些空间是吸湿的，水基溶液可以通过毛细力渗透进去[23, 24]。在液体饱和的网状物中，形成的水通道贯穿整个长度，因此有利于可溶性分子的扩散。因此，在分析体内沿网状物的抗菌传输时，必须考虑毛细力和扩散作用，其中手术囊袋使植入物暴露在湿润环境中。此外，与周围环境的质量交换，通过蒸发或组织吸收，可能在界面产生负压，触发充满水的毛细管中的凝聚-张力机制[25, 26]。沿网状物的溶质传输动力学及其释放取决于这些物理现象的相互作用，其平衡又由网状物组成、周围的温度和湿度条件以及溶质的特定性质（包括分子量、空间阻碍和与聚合物表面的相互作用）决定[27, 28]。在这里，我们介绍并验证了一个简化模型，该模型包含了系统的所有基本物理特性。该模型用于评估特定可溶性分子沿网状物的远距离传输，以提供对其表面细菌污染的保护。它包含了在扩散、毛细传输、凝聚-张力或其组合条件下进行计算机模拟所需的基本实验参数。通过控制下的体外实验来验证模拟结果，这些实验模拟了沿网状物的溶质传输。结果被应用于预测纱线释放抗菌分子的过程。通过使用临床相关的生物发光大肠杆菌（Escherichia coli）进行的定制体外细菌挑战实验，进一步确认了这一过程在确保表面保护方面的有效性[29, 30]。最后，使用兔类动物模型，我们确认网状物在体内能够快速加载和传输抗生素，并有助于其在手术囊袋中的均匀释放，其时间动态与模型预测一致。
2 结果
2.1 网状物传输的计算机模拟评估
为了生成用于计算机模拟的结构模型（图1），以抗菌包膜作为参考[9]。它由PGA微纤维编织成的无缝3D套管组成（图1A；白色套管）。抗生素嵌入在可吸收的PLGA基薄膜中，该薄膜与网状物纱线相邻（图1A；橙色药物薄膜）。基于系统的对称性和最终组装的典型配置，选择了一条8厘米×2厘米的网状物条带，以再现最大包膜延伸（长度）并考虑与药物释放组件直接接触的网状物区域（宽度；图1B）。
（A）抗菌包膜包括PGA网状物（白色套管）和含有米诺环素和利福平的PLGA药物薄膜（套管内的橙色药物薄膜）。（B）用于计算机模拟和体外分析的网状物条带及其相应结构的示意图。（C）用于模拟和实验验证的边界条件。（D）用于模拟多孔介质中相转移过程的基本参数和值。（E）在高相对湿度下湿润条带、高相对湿度下干燥条带和低相对湿度下干燥条带的液体传输的计算机模拟。单个纱线由多根纤维组成。在SEM成像中未检测到纤维的固有孔隙率（图1A）。另一方面，纱线横截面显示了纤维之间的空间，这些空间用于估计平均孔径（0.8 ± 0.07 µm）。总体纱线孔隙率直接从测量的水体积吸收计算得出，值为56±1%。其余参数来自文献[1D]，包括网状物、空气和水域的粘度、表面张力和密度。
传输模拟在垂直配置下进行（倾斜角度为90°），其中条带的短边下端与水溶液接触（图1C）。传输是根据溶液水平（即溶质在网状物结构中的传输长度）来测量的（图1C）。在这种情况下，随时间增加的传输长度提供了不同环境条件下传输效率的衡量标准。具体测试了以下三种配置（图1E）。首先，一个完全饱和的湿润条带置于高湿度环境中，边界处的质量损失为零。在这种情况下，溶质沿网状物自由扩散。COMSOL模拟表明，对于具有与水相似的空间阻碍和扩散性的分子，30分钟内的传输长度为4.1厘米。当从干燥条带配置开始重复实验以最大化毛细力时，溶液前沿在30分钟内同样增加了4.25厘米的条带长度。最后，当在低湿度环境中测试干燥条带配置时，考虑到空气/网状物边界处的显著蒸发，观察到更快的动态。在这种情况下，溶质传输在10分钟内达到了条带长度的4.7厘米，并在30分钟内几乎完全饱和了网状物（7.51厘米）。这些结果表明，初始环境和边界条件强烈影响溶质传输动态，表明当在边界处发生质量交换时，凝聚-张力起着重要作用。
2.2 模型的体外实验验证
为了验证模拟结果，在等效条件下进行了体外传输实验。矩形条带（8厘米×2厘米）垂直固定在定制的框架上，使其短边下端接触一个水槽。储液器中装有绿色荧光分子（芘和三苯甲烷）的水溶液（图2）。整个装置被置于一个暗室中，通过紫外线照明和同时采集网状物发出的荧光来监测溶质传输（图2A）。为了更好地描述本节显示的结果，“计算机模拟”和“体外”这两个术语用于区分由模拟和湿实验生成的数据。
（A）用于评估网状物中荧光液体传输的定制实验装置。然后将实验值（黑线；实验）与相应的模拟条件（粉红色虚线；模拟）进行比较，证明模型与实验结果一致（湿润条带/高RH：R2 = 0.9887和RMSE = 0.38，干燥条带/高RH：R2 = 0.9874和RMSE = 0.44，干燥条带/低RH：R2 = 0.9506和RMSE = 0.70）。（B）用于评估在高RH条件下预饱和网状物中H2O2高效传输的实验装置。（C）在3%、1%、0.5%、0.25%和0.06%（v/v）浓度下H2O2的圆盘扩散测定。PBS用作对照。（D）比较15分钟内H2O2的有效传输（黑线；实验）与相应的模拟结果（粉红色虚线；模拟）（R2 = 0.9683和RMSE = 0.54）。（E）比较3%（v/v）H2O2随时间的有效传输（黑线；实验）与相应的模拟结果时间点（粉红色虚线；模拟），展示了预测模型捕捉到的抗菌活性的动态（R2 = 0.9096和RMSE = 0.78）。图部分使用BioRender创建。具体来说，荧光视频是在室温和扩散条件（湿润条带和高湿度；视频S1）、毛细力牵引和扩散（干燥条带和高湿度；视频S2）以及凝聚-张力（干燥条带和低湿度；视频S3）下获取的。在湿润条件下，条带预先在PBS中饱和，相对湿度（RH）分别保持在约80%和约30%的高低RH条件下。可植入网状物在干燥条件下提供。这代表了它们植入体内的初始状态。一旦与身体组织接触，网状物就会暴露在含有从药物薄膜中释放的抗生素的湿润环境中。从中获得了相应的传输动态（图2A）。在所有测试条件下，实验值与模型预测非常吻合。正如预期的那样，在后者情况下观察到了更大的偏差，其中物理机制的复杂性产生了更大的实验变异性。接下来，我们评估了模型评估沿网状物传输抗菌保护的能力。为此，模拟应用于H2O2从水基溶液中的传输过程，这种溶液通常用于清洗CIED植入手术中的手术囊袋[32]。最初，该模型用于评估哪种H2O2浓度足以最大化传输过程。浓度范围是根据圆盘扩散试验的结果选定的，该试验测试了从0.06%到3%的H2O2溶液（图2C）。因此，消灭细菌所需的最小浓度被设定为0.06%。时间限制为15分钟。计算机模拟实验表明，在这些条件下，使用1%或更高浓度的H2O2溶液可以实现最佳传输效果。在第二种配置中，该模型被用来预测保护物质沿网状物的传输动态。具体来说，模拟跟踪了H2O2从3%溶液沿条带的传输过程，并预测在30-60分钟后达到平衡。为了验证这些预测，开发了一种定制的体外传输试验，该试验利用了一种改良的大肠杆菌菌株发出的生物发光[15]（图2B）。湿润网状条带的底部浸入高湿度环境中的H2O2溶液中。在选定的时间点，条带被小心取出并立即与生物发光细菌的混合层接触。经过培养后，通过生物发光信号评估了抗菌分子传输到的长度，即达到足以杀死微生物的浓度（即传输长度；图2B）。如图2D,E所示，抗菌保护的传输长度与相应的模拟结果非常吻合。总的来说，这些结果具有三重意义。首先，它们验证了用于模拟不同环境条件下传输效率的计算机模型。其次，它们确认了控制沿植入网状物传输的物理过程与传输分子的抗菌活性是兼容的，并且保持了这种活性。最后，它们表明该模型可以预测系统的有效性，从而提供了关于所得抗菌保护的空间和时间分布的信息。
2.3 抗菌保护的传输取决于时间、分子大小和环境条件
接下来，使用实验系统（图2B）来评估植入网状物在传输抗生素分子方面的效率，这些抗生素分子的溶解度和/或分子量与H2O2不同。这些体外实验考虑了利福平（Mw = 822.94 g mol−1）和米诺环素（Mw = 457.47 g mol−1）的组合，这两种抗生素包含在抗菌包膜中，以及多粘菌素B（Mw = 1301.56 g mol−1），这是一种用于对抗革兰氏阴性细菌的较大抗生素分子[33]。测试在三种不同的条件下进行：湿润条带和高湿度、干燥条带和高湿度、以及干燥条带和低湿度（分别表示为WHi、DHi和DLo；图S1），并在不同的时间点进行（图3）。图3显示了植入网状物传输抗生素分子的能力。（A）在湿润条带-高湿度（WHi）条件下，多粘菌素B（PolyB；蓝色）、利福平/米诺环素（Rif/Mino；绿色）和H2O2（粉色）在2小时样品培养后的传输效率，表明较小的分子（例如H2O2）在同一时间框架内传输的距离比较大的分子（例如Rif/Mino、PolyB）更远。（B）通过45分钟（黑色）、120分钟（黄色）和240分钟（蓝色）的时间点，展示了时间依赖性。 （C,D）分别从A和B所示条件下获取的单个样本的传输长度。湿润条带-高湿度（WHi；绿色）、干燥条带-高湿度（DHi；黑色）和干燥条带-低湿度（DLo；粉色）的环境条件对利福平/米诺环素（E）和多粘菌素B（F）传输的影响，表明系统越不饱和（DLo），分子传输的距离越远。G-H）分别从E和F所示条件下获取的单个样本的传输长度。(*) p < 0.05, (**) p < 0.01。首先，在高湿度环境下的湿润条带上，评估了自由扩散的抗菌物质的传输效率，时间为120分钟（图3A）。测试中包含了利福平和米诺环素（分别为0.21和0.14 g L−1）、多粘菌素B（0.016 g L−1）以及H2O2（3%）的溶液。与图2中呈现的结果一致，120分钟后，H2O2几乎覆盖了整个条带（传输长度 = 7.6 ± 0.3 cm；图3C）。在相同的条件下，利福平和米诺环素提供的保护仅传输到了平均5.3±0.3 cm的距离。最后，多粘菌素B的传输距离显著较短，为3.3 ± 1.1 cm。总的来说，这些结果表明，在自由扩散条件下，较大分子的传输效率显著降低，而小分子和水溶性分子的表现明显优于它们。其次，在相同的实验条件（WHi）下，评估了利福平和米诺环素的传输时间依赖性（图3B）。在随后的时间点收集条带，测量到的传输长度呈线性增加（图3D），从45分钟时的4.6 ± 0.4 cm增加到240分钟时的5.8 ± 0.4 cm。这些测试证实了沿网状物的抗生素保护传输是时间依赖的，这与结构模型的线性预测一致（图1和2）。最后，在不同的环境条件下评估了抗生素（利福平/米诺环素和多粘菌素B）的传输（图3E,F），时间为45分钟。当毛细作用力最大化时，传输效率提高，显著增强了利福平和米诺环素的保护效果，从4.2 ± 0.2 cm（WHi）增加到5.51 ± 0.4 cm（DHi；图3G）。对于多粘菌素B的保护效果，观察到了更大的改善，其在相应的实验条件下的传输距离从3.3 ± 1.0 cm（WHi）增加到5.3 ± 0.6 cm（DHi；图3H）。在低湿度条件（DLo）下进行实验时，观察到了进一步的改善，利福平和米诺环素的传输长度增加到6.6 ± 0.4 cm。另一方面，多粘菌素的传输变化不大，仅为5.4 ± 0.7 cm。这些数据证实了环境条件对沿植入网状物传输抗生素保护的动力学和范围有显著影响。此外，它们还表明，不同抗生素分子的相对效应各不相同。
2.4 植入式网状物支持体内抗生素的传输
为了评估在复杂的体内条件下抗生素的传输情况，对兔子进行了临床前测试（图4A）。选择这种动物是因为它代表了评估心血管设备和其他软组织植入物的一个成熟模型[34, 35]。图4显示了体内抗生素的传输过程。（A）兔子被双侧植入两个带有抗生素包膜的非功能性CIED的方法示意图（持续120分钟）。（B）围绕植入物的组织采样示意图，包括远端（1和3）和近端（2和4）的皮肤和肌肉区域。远端和近端指的是与药物薄膜（CIED周围的红线）的物理距离。如图B所示，组织样本中米诺环素（C）的浓度为0.71 ± 0.22至0.76 ± 0.22 mg g−1（平均值 ± 标准差，p值 >0.9999），利福平（D）的浓度为0.38 ± 0.05至0.53 ± 0.10 mg g−1（平均值 ± 标准差，p值 = 0.9372），显示抗生素浓度与样本来源无关。进行了非参数Mann-Whitney统计分析。（E）样本制备和过程示意图。（F）在移除的网状物中量化米诺环素（灰色）和利福平（橙色）。具体来说，在手术囊袋组织的4个不同位置测量了利福平和米诺环素的浓度，这些位置位于皮肤侧或肌肉侧，以及靠近（近端；图4B）或远离（远端）药物释放组件。结果显示，植入120分钟后，两种抗生素在囊袋组织中均匀分布，米诺环素和利福平的浓度范围分别为0.71 ± 0.22至0.76 ± 0.22 mg g−1和0.38 ± 0.05至0.53 ± 0.10 mg g−1（图4C,D）。为了评估抗生素的传输，网状物被取出并准备进行量化。HPLC分析确认网状物中负载了显著的抗生素，米诺环素的平均值为1.3 ± 0.32 mg mL−1，利福平的平均值为0.65 ± 0.09 mg mL−1。这些结果表明，植入式网状物在体内能够有效地装载抗生素，并有助于其在手术囊袋组织中的均匀分布。
3 讨论
保护性包膜改变了CIED手术部位的术后管理[20]。最初，它们被引入是为了稳定囊袋并防止由于迁移导致的设备故障[36]。为了实现这一目标，包膜依赖于植入式网状物，其结构促进了组织生长并缓冲了身体产生的机械刺激。通过引入均匀的聚合物涂层（图S2）[8]，实现了抗菌性能的重大进步，使得利福平和米诺环素能够持续、局部释放[8]。新一代的抗生素包膜确保了等效的抗生素释放，避免了涂层的使用，从而保留了网状物的天然特性，并由于网状物的结构而提高了合规性和可用性[9]。在这个框架内，理解网状物结构如何影响抗生素的填充和释放以保护植入物表面和手术囊袋中的周围空间仍然至关重要，因为它可以指导功能设计的优化。尽管有多种替代组合可用于植入式网状物，但目前的模型（图1）表明，只需要有限数量的关键参数就足以捕捉沿多丝纱线的溶质传输的物理机制。这些可以归结为具有渗透性的多孔材料，其中毛细通道由单个微丝之间的间距形成。一旦这一假设得到验证（图2），模拟就依赖于微丝的表面特性和溶液的粘度。这个基本模型足以捕捉水基溶液沿多丝PGA网状物的传输过程（图2），并考虑了不同边界条件的影响，例如毛细管的初始填充和空气界面的质量传递程度。在这个模型中，它具有灵活性，因为它将毛细作用力的增加和内聚力的影响分开（图2）。通过将预测能力扩展到抗菌保护的传输，获得了概念上的进步，这与液体和溶质沿网状物的简单移动不同。在这里，必须考虑分子与微丝表面的复杂相互作用。比较模拟和实验验证的结果趋势，模拟在所有评估条件下的准确性都很高（R2 > 0.9）。因此，在小分子可溶性的情况下，该模型可以提供确保抗菌保护最大分布所需的时间和浓度信息。这些计算机模拟和体外实验证实了植入式网状物作为抗菌剂载体的可行性，通过快速和均匀的传输。抗生素分子具有不同的大小和溶解度；因此，它们的扩散动态与小的、类似水的抗菌剂不同。根据化学性质的不同，与聚合物表面的相互作用可能会影响它们的移动[15]。当扩散受到限制时，使用干燥的网状物更为优越，因为毛细作用力支持大分子的有效传输到较远的距离。在几十分钟到几小时的时间范围内，可以覆盖几厘米的距离（图3）。CIED及其手术囊袋的典型长度从未超过10厘米，因此在部署后的几小时内应达到足够的抗生素浓度，以避免细菌在表面定植[20]。考虑到最不利的传输条件——湿润条带-高湿度，利福平/米诺环素的组合能够在45分钟内达到约5厘米的长度（图3）。因此，网状物传输的动力学与CIED囊袋保护的要求在空间和时间上都是兼容的。体内环境的复杂性，包括与活组织的接触以及对伤口的局部反应（如出血和渗出物），使得不同物理机制的平衡更难以预测。受体之间的个体差异，以及身体组成、同时存在的条件和药物等因素，进一步增加了复杂性。另一方面，在临床实践中，包膜是在干燥条件下植入的，抗生素的释放是由与湿润环境的接触引发的[9]。抗生素被释放到液体环境中，洗脱过程持续数天，同时系统吸收产生净流量[9]。因此，该模型的主要假设仍然有效。事实上，临床前测试证实，网状物能够迅速加载药物（图4），确保几乎立即提供保护。同时，该系统有利于抗生素在周围组织中的均匀分布，它们在两小时内达到有效浓度。另一方面，可植入网状物的均匀涂层增强了其固有结构，并减少了纱线的孔隙率（图S2）。根据所呈现的结果，这种技术方法似乎是多余的。一种具有独立抗生素洗脱源的解构架构可以充分利用可植入网状物的固有机械性能，同时确保网状物和整个手术口袋的抗菌保护。
4 结论
可植入的聚合物网状物是长期机械支持、设备稳定和组织修复的成熟临床解决方案。最近，可吸收的抗菌包膜作为在植入部位进行局部药物输送的平台出现，特别是为了减少与心脏植入式电子设备和可植入神经刺激器相关的术后感染。在这项工作中，我们评估了聚合物网状物的结构如何促进抗菌剂的传输和空间分布。由于其多纤维、多孔的结构，聚合物网状物支持由毛细作用、蒸发、环境湿度和扩散共同控制的液体传输。通过结合模拟和实验，我们表明传输动态受到边界条件的强烈影响：在低湿度下，由蒸发驱动的凝聚张力增强的毛细吸水作用占主导地位；而在高湿度下，传输减少，并在完全饱和的网状物中变为扩散限制。虽然所有情况下都存在扩散，但与毛细和蒸发驱动的机制相比，扩散在决定传输范围和速率方面起着次要作用。使用具有不同物理化学性质的抗菌分子进行体外抗菌测试，我们证明传输效率取决于分子大小和溶解度，但无论传输距离或与网状物的相互作用如何，抗菌功能都得以保持。体内研究进一步证实了网状物的快速加载以及抗生素在手术口袋组织中的均匀分布，这与组织类型或与药物洗脱组件的接近程度无关。总之，这些结果表明，可植入包膜中的均匀抗菌覆盖可以由聚合物网状物的固有物理性质和结构实现，而无需依赖涂层。这里提出的预测框架为设计结合机械功能和有效抗菌保护的植入网状物系统提供了基于机制的基础，尽管未来的研究将需要评估临床结果。
5 实验部分/方法
5.1 试剂和菌株
所有试剂和消耗品均从Sigma-Aldrich购买。Vesta包膜由Hylomorph AG提供。简而言之，Vesta包含两个独立组件，包括由PGA微纤维制成的可吸收网状物包膜和嵌入了抗生素的溶剂浇铸可吸收PLGA薄膜。细菌菌株E. coli ATCC 25922带有pjCMR质粒，是由Erasmus MC分子遗传学系的Laura Mezzanotte博士提供的。
5.2 3D打印
用于体外传输实验的装置是使用3D打印定制设计和制造的。具体来说，样品架、储液器、样品支撑和适配的样品支撑是在CAD软件（Autodesk Fusion 360）中设计的，并导出为STL文件。STL文件随后在Prusa Slicer中切片以创建G代码。切片文件使用Fused Deposition Modelling (FDM) 3D打印机（Prusa MK4，捷克共和国）和聚乳酸（PLA）丝材进行3D打印。
5.3 扫描电子显微镜（SEM）
为了观察多纤维结构以及抗生素和聚合物涂层对网状物的影响，使用SEM对可吸收保护包膜的横截面进行了成像。简而言之，包膜被切割并使用双面碳粘合剂安装到倾斜的铝制样品台上（60°倾斜）。然后样品被溅射镀金以使其适合成像。SEM成像使用Magellan 400（Thermo Fisher Scientific，荷兰埃因霍温）显微镜在高压条件下进行，加速电压为3 kV。
5.4 计算流体动力学模拟
在COMSOL Multiphysics中耦合了多孔介质中的相传输（phtr）和达西定律（dl）物理模块。这种方法被视为一个两相传输模型，其中液体（润湿相）通过包含空气或液体（非润湿相）的多孔网络传输。phtr模块允许考虑初始水分含量，以考虑环境中的高相对湿度。相传输（润湿和非润湿i）在多孔网络中遵循方程（1），该方程考虑了重力和毛细力：
(1)
其中t是时间，εp是孔隙率，k是渗透率，kri是相对渗透率（给定流体的饱和度函数），µi是流体的动态粘度，pi是压力，ρi是流体密度。由于多孔介质中润湿相和非润湿相的体积分数之和为1，剩余的体积分数按以下方式计算：
(2)
毛细压力作为润湿相的饱和度（sw）、入口毛细压力（pec）和孔隙分布指数（λp）的函数使用Brooks和Corey模型（BCM）计算得出。由于多孔网络中的孔隙大小均匀，如前所述[31, 37, 38]，使用了λp = 2。
同样，基于BCM，润湿相和非润湿相的相对渗透率（sn）按以下方式计算：
(4)
(5)
相传输的上边界条件是由于使用达西定律计算的压强梯度而产生的质量流量条件。在轴对称模型中，使用拉格朗日乘数（等于每单位长度和完整旋转）来确定顶部空气的质量流量（）：
(6)
其中d是多孔介质的厚度，λ是拉格朗日乘数。质量守恒方程和达西定律通过达西定律接口结合：
(7)
(8)
(9)
(10)
u是考虑粘度阻力的相的渗透速度。
和分别是润湿相和非润湿相的平均密度和动态粘度。边界条件如图1C所示，域周围没有流动。多孔介质的底部与液体接触（Pbottom）处于大气压，而顶部压力（Pupper）是大气压与毛细驱动力（Pc）之间的差值。为了解决过程中几何形状底部孔隙的陡峭饱和度，需要一个密集的网格。
5.5 液体传输测试
使用定制的装置在室温下测量了多孔条带（8厘米×2厘米）中的液体传输，条件分为三种：(i) 低相对湿度下的干燥条带（RH≈30%），(ii) 高相对湿度下的干燥条带（RH≈80%），以及(iii) 高相对湿度下的湿润条带（RH≈80%）。干燥条带来自无菌包膜。对于湿润条带，将其完全浸入水溶液中60分钟。为了可视化传输动态，将单个网状条带夹在样品架上，并与装有含有芘和三苯甲烷荧光染料的水基溶液的储液器接触，该染料的分子量约为656克/摩尔（约2%重量）。环境条件使用加湿器和温度/湿度传感器（Sensirion SHT21，瑞士）进行控制。为了可视化传输过程，用紫外线手电筒照亮整个条带，并实时用相机收集荧光视频。然后将视频导入ImageJ（美国国立卫生研究院），并在液体前沿沿纵向中线的位置测量传输长度。
5.6 网状物孔隙率的实验测量
网状物的孔隙率（εp）是根据先前描述的方法实验得出的[39]。将干燥条带放在分析天平上称重，记录质量为Mdry。平均测量值为Mdry = 0.14±0.01克。然后将其浸泡在水中，直到饱和。记录饱和样品的重量为Msat。使用制造商提供的密度（ρmesh）确定网状物的体积（Vb）。同样，通过计算Msat和Mdry之间的差值，并使用水密度（ρw）确定饱和样品中的孔隙体积（Vp）。应用以下方程计算网状物的孔隙率：
(11)
(12)
(13)
5.7 体外细菌挑战
如上所述，从无菌包膜中获取条带。为了允许抗菌剂的传输，将样品放置在定制的3D打印支撑上，并在一端夹紧（图S1）。然后将支撑条带的装置放入含有27毫升PBS抗菌溶液的50毫升Falcon管中。在这种配置下，条带的2厘米部分浸入溶液中。测试样品随后在37°C下以直立位置培养，在受控湿度条件下进行。相应的对照样品由来自同一包膜的4厘米×2厘米条带组成，它们要么完全浸入PBS中（阴性对照），要么浸入抗菌溶液中（阳性对照），时间相同。测试了三种环境条件。首先，湿润条带-高湿度（WHi）：样品在PBS中预处理后放入封闭的Falcon管中，其中含有目标溶液。其次，干燥条带-高湿度（DHi），干燥样品直接放入含有目标溶液的封闭Falcon管中。第三，干燥条带-低湿度（DLo）：干燥样品直接放入含有目标溶液的修改后的Falcon管中。修改后的Falcon管在侧面切出一个2.5厘米×3厘米的窗口，以保持系统处于室温湿度。由于其对元素数量、大小、生长速率、比例和质量的严格控制，因此将映射网格应用于该域。
5.5 液体传输测试
使用定制的装置在室温下测量了多孔条带（8厘米×2厘米）中的液体传输，条件分为三种：(i) 低相对湿度下的干燥条带（RH≈30%），(ii) 高相对湿度下的干燥条带（RH≈80%），以及(iii) 高相对湿度下的湿润条带（RH≈80%）。干燥条带来自无菌包膜。对于湿润条带，将其完全浸入水溶液中60分钟。为了可视化传输动态，将单个网状条带夹在样品架上，并与装有含有芘和三苯甲烷荧光染料的水基溶液的储液器接触，该染料的分子量约为656克/摩尔（约2%重量）。使用加湿器和温度/湿度传感器（Sensirion SHT21，瑞士）控制环境条件。为了可视化传输过程，用紫外线手电筒照亮整个条带，并使用相机实时收集荧光视频。然后将视频导入ImageJ（美国国立卫生研究院），并在液体前沿沿纵向中线的位置测量传输长度。
5.6 实验测量网状物孔隙率
网状物的孔隙率（εp）是根据先前描述的方法实验得出的[39]。将干燥条带放在分析天平上称重，记录质量为Mdry。平均测量值为Mdry = 0.14±0.01克。然后将其浸泡在水中，直到饱和。记录饱和样品的重量为Msat。使用制造商提供的密度（ρmesh）确定网状物的体积（Vb）。同样，通过计算Msat和Mdry之间的差值，并使用水密度（ρw）确定饱和样品中的孔隙体积（Vp）。应用以下方程计算网状物的孔隙率：
(11)
(12)
(13)
5.7 体外细菌挑战
如上所述，从无菌包膜中获取条带。为了允许抗菌剂的传输，将样品放置在定制的3D打印支撑上，并在一端夹紧（图S1）。然后将支撑条带的装置放入含有27毫升PBS抗菌溶液的50毫升Falcon管中。在这种配置下，条带的2厘米部分浸入溶液的远端。测试样品随后在37°C下以直立位置培养，在受控湿度条件下进行。相应的对照样品由来自同一包膜的4厘米×2厘米条带组成，它们要么完全浸入PBS中（阴性对照），要么浸入抗菌溶液中（阳性对照），时间相同。测试了三种环境条件。首先，湿润条带-高湿度（WHi）：样品在PBS中预处理后放入封闭的Falcon管中，其中含有目标溶液。其次，干燥条带-高湿度（DHi），干燥样品直接放入含有目标溶液的封闭Falcon管中。第三，干燥条带-低湿度（DLo）：干燥样品直接放入含有目标溶液的修改后的Falcon管中。修改后的Falcon管在侧面切出一个2.5厘米×3厘米的窗口，以保持系统处于室温湿度。DLo样品放置在具有顶部开口的适配样品支撑上。测试条件的详细信息总结在表1中。表1. 体外细菌挑战的测试条件。分子
浓度
培养时间
在PBS中的预培养时间
湿度b
Rifampin/Minocycline
0.21/0.14 克/升
45分钟
是
高
否
是
高
否
低
120分钟
是
高
是
240分钟
是
高
Polymyxin B
0.016 克/升
45分钟
是
高
否
是
低
120分钟
是
高
H2O2
3%（体积/体积）
10分钟
是
高
15分钟
是
高
30分钟
是
高
60分钟
是
高
120分钟
是
高
1%（体积/体积）
15分钟
是
高
0.25%（体积/体积）
是
高
0.06%（体积/体积）
是
高
Rifampin/Minocycline
在与抗菌溶液接触之前，湿润条带在PBS中预培养。
相对湿度：高（≈80%）和低（≈30%）。实验中使用的利福平/米诺环素的浓度基于开发中的或市场上已有的抗菌包膜的组成[9]。这些浓度已经通过大规模的随机临床试验得到了彻底验证，证明了它们的有效性和安全性[9, 40]。对于多粘菌素B，选择的是针对目标菌株E. coli ATCC 25922 pjCMR的参考最小抑制浓度。最后，对于H2O2，选择了临床实践中通常采用的浓度3%（体积/体积）。这一点通过图2C中的数据进一步得到证实。培养结束后，将网状条带（包括阳性和阴性对照）小心地从3D打印支撑上取出，并水平放置以接触预先接种了10^8 CFU/mL生物发光E. coli悬浮液的LB琼脂平板表面，形成细菌菌苔。然后这些平板在37°C下培养过夜。培养后，小心地将网状条带从琼脂平板上取出，并分别放入干净的Petri皿中。通过向样品中加入1毫升0.5 mM荧光素（Synchem，德国）溶液来触发细菌的生物发光。样品随后立即转移到IVIS Spectrum（Xenogen，美国）光学成像平台上，设置1秒的曝光时间。获得单个测试和对照条带的生物发光图像作为16位灰度tiff文件。使用ImageJ（美国国立卫生研究院）处理图像。该尺度的校准是从像素大小（像素到厘米）开始的，最终确定为17.5像素/厘米。然后沿着网格条从远端到近端，沿着传输方向绘制了一条直线。接着使用ImageJ的Plot profile功能提取了信号强度的分布图。从Plot profile的结果中，将距离数据（由直线确定）和相应的信号强度数据导出到Excel中以进行进一步分析。信号强度被归一化到正对照组和负对照组的值之间，因此范围从0（无细菌生长）到1（最大细菌生长）。传输长度是根据相对信号强度确定的，即细菌定植距离达到最大值的50%的位置。
5.8 圆盘扩散试验
为了评估H2O2的最小有效浓度，采用了符合EUCAST指南[41]的圆盘扩散方法。具体步骤如下：E. coli ATCC 25922菌株在无菌条件下解冻，随后在LB培养基中制备细菌悬液，其OD值为0.15，相当于1.5 × 10^8 CFU/mL。为了形成均匀的细菌菌层，使用浸有细菌悬液的无菌棉签在LB琼脂平板上划线接种，以获得连续的生长。将Cytiva公司（美国）生产的滤纸剪成直径为6毫米的圆盘，并分别加入20微升不同浓度的H2O2（3%、1%、0.5%、0.25%、0.12% v/v）或PBS（对照组）。之后，将这些纸圆盘放置在接种了细菌的琼脂平板上。平板在37°C下培养过夜。培养结束后，通过肉眼观察抑制圈的大小来确定H2O2的最低有效浓度。
5.9 动物实验验证
实验中使用了两只新西兰白兔，每只兔子在两侧皮下各植入了一个不具功能的CIED装置（带有包膜）。植入后2小时对动物实施安乐死。安乐死后的动物被解剖，取出植入物以定量分析其中的抗生素含量。每个装置都被称重，并通过高效液相色谱（HPLC）测定其中所含的利福平和米诺环素的含量。同时，在手术囊的4个不同位置采集组织样本，其中2个位于皮肤侧，2个位于肌肉侧。组织样本同样被称重、匀浆后用于HPLC分析，以测定抗生素浓度。
5.10 数据分析与统计
实验数据在Excel（Microsoft）和GraphPad Prism（GraphPad Software Inc，版本8.3.0）中处理。统计分析也在GraphPad Prism中进行。为了比较不同条件下测得的传输长度值，应用了非参数Mann-Whitney检验，显著性水平α < 0.05。数据以直方图的形式展示在图2和图3中，其中高度代表从独立实验中计算出的平均值，每个实验包含3次重复实验。误差条表示平均值的标准误差。为了验证模拟结果和预测模型的准确性，通过评估相关系数（R²）和均方根误差（RMSE）来评估模拟结果与实验数据之间的吻合度。
N是测试点的总数，Ei和Pi分别代表第i个时间点的实验数据和预测数据。作者贡献
S.M.和A.L.P.L.负责概念设计、实验操作、数据分析以及可视化制作。他们共同撰写、审阅和编辑了手稿。A.M.和C.S.负责概念构思、方法建立和分析工作。T.Z.参与科学讨论、审阅和资源协调。M.C.参与科学讨论、审阅和编辑工作。A.F.负责概念设计、项目监督、资金申请、写作、审阅和编辑工作。致谢
本研究得到了Horizon Europe MSCA DN-ID项目的支持（项目编号101073263）。作者感谢：瑞士苏黎世联邦理工学院微生物学研究所的Miriam Bortfeld-Miller博士在生物发光图像采集方面提供的技术帮助；Mathieu Hocine “Kid Francescoli”用美妙的音乐激励了我们的团队，并允许我们使用歌曲“Moon (And It Went Like)”作为支持视频的背景音乐。BioRender软件被用于制作图表。利益冲突
用于药物释放的薄膜和网格包膜（Vesta）由瑞士的Hylomorph AG公司提供。数据可用性声明
支持本研究结果的数据可以在本文的补充材料中找到，或者应相应作者的合理请求提供。
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