实时高通量超分辨全景集成显微技术实现亚衍射极限成像新突破

本研究针对传统超分辨显微镜在通量和实时性方面的局限，开发了超分辨全景集成显微技术(SPI)。该技术通过多焦点光学重标定、高通量样本扫描和同步线扫描读出，实现了实时、无扰动的超分辨成像，分辨率提升两倍至约120 nm，通量达1.84 mm2/s。SPI兼容常规落射荧光设置，为大规模细胞分析和临床诊断提供了实用平台。

在现代生物医学研究中，科学家们一直渴望能够同时看清细胞的精细结构和庞大的细胞群体。这就像既想用高倍放大镜观察一片树叶的脉络，又想一眼看尽整片森林的布局。传统显微镜受到物理衍射极限的限制，无法分辨小于200纳米的结构，而超分辨显微镜虽然突破了这一限制，却往往在成像速度和通量上做出妥协。当研究人员需要扫描数万个细胞时，现有技术要么速度缓慢，要么需要复杂的硬件和耗时的后期处理，难以在临床诊断和大规模筛选中实际应用。

正是在这一背景下，发表在《自然·通讯》上的研究提出了一种创新解决方案——超分辨全景集成显微镜(SPI)。这项技术巧妙地将多焦点光学、高速扫描和智能传感器技术相结合，实现了在样本连续运动的同时实时生成超分辨图像，为大规模细胞分析打开了新的可能性。

研究人员主要通过三个关键技术突破实现了这一目标：多焦点光学重标定系统使用精心排列的微透镜阵列(MLA)将激发光分成多个焦点，并通过光学光子重新分配使点扩散函数(PSF)收缩√2倍；时间延迟集成(TDI)传感器与样本运动同步进行线扫描读取，实现了无运动模糊的高速采集；非迭代快速维纳-巴特沃斯(WB)去卷积算法进一步将分辨率提升至完整的2倍增强，处理速度比传统理查森-露西去卷积快40倍。这些技术的结合使SPI能够在保持常规落射荧光显微镜简单配置的同时，实现约120纳米的分辨率和每秒1.84平方毫米的通量。

原理与系统表征

SPI的核心原理是通过光学光子重新分配、高通量样本扫描和同相时间延迟集成读出，在落射荧光设置下实现实时超分辨成像。系统使用同心排列的微透镜阵列，使点扩散函数收缩√2倍，突破衍射极限而不损失光子。通过对荧光点发射体的测试，即时TDI读出产生了152±13纳米的半高全宽(FWHM)，相比传统宽场图像的292±29纳米有明显提升。

外周血涂片成像分析

利用栅格扫描能力，SPI将超分辨成像扩展到大规模细胞群体和全玻片应用。研究人员对小麦胚芽凝集素(WGA)标记的外周血涂片进行成像，连续检测了包含超过10万个细胞的区域，面积达2×2毫米，通量为9250微米²/秒。SPI仅用约60秒即可完成此类感兴趣区域的采集，与商用全玻片扫描仪速度相当，但提供了前所未有的亚衍射极限清晰度，能够清晰区分红细胞、淋巴细胞、中性粒细胞和单核细胞。对超过8万个细胞的分析显示，红细胞占93.1%，血小板占6.8%，白细胞中中性粒细胞(49.3%)、淋巴细胞(38.8%)和单核细胞(11.9%)的比例与常规血液学定量结果高度一致。

雪花酵母簇形态特征分析

研究人员还使用SPI对雪片酵母(酿酒酵母)进行成像，这是研究多细胞性进化的模型系统。通过针对不同细胞组分的荧光标记(祖先的PDC1、内质网标记、HSC82)，SPI以超过10千赫的线读取速率(92500微米²/秒)生成即时亚衍射极限图像。结果显示，在1000天(约5000代)的进化过程中，细胞逐渐伸长，平均纵横比从约1.30增加到约3.28，模块大小从30.7微米增加到87.1微米。进化的早期阶段，模块大小与细胞纵横比呈近似线性关系，但在t400和t1000两个关键时间点出现分歧，暗示了减少薄模块应变积累或增加机械韧性的适应性共进化。

SPI技术通过分辨率倍增、连续稳定通量、无约束视场和即时超分辨图像创建，满足了大规模超分辨细胞分析的当前需求。这项研究的最重要意义在于它提供了一种方法学路径，能够在超越光学和计算限制的情况下阐明基础和转化生物系统，为细胞生物学、病理学和大规模诊断应用的实际进展提供了实用平台。该技术的简单配置和高度适应性预示着它在高通量筛选、成像流式细胞术、荧光寿命成像和空间分辨转录组学等领域的广泛应用前景。