双向杂交链反应激活的CRISPR/Cas12a级联系统用于检测细胞提取物中的人类多聚(ADP-核糖)聚合酶1

时间:2026年2月28日
来源:Sensors and Actuators B: Chemical

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该研究开发了一种双向HCR激活的CRISPR/Cas12a级联系统,用于高灵敏度PARP1检测,通过两阶段信号放大策略实现LOD为2.5×10^-5 U/mL,并成功应用于肿瘤细胞提取物和抑制剂筛选。

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魏莉|赵新艺|于文辉|于学琦|朱青
中国德州市德州大学药学院新型药物辅料与控释制剂山东省工程研究中心,253023

摘要

本研究提出了一种双向杂交链反应(HCR)激活的CRISPR/Cas12a级联系统,用于灵敏检测人类聚(ADP-核糖)聚合酶1(PARP1)。设计了一种双链探针(dsRP),在其两端各连接两个悬挂式触发序列,以促进PARP1的识别并启动HCR反应。当dsRP与PARP1结合时,会激活该酶,生成长的分支状聚(ADP-核糖)(PAR)聚合物。经过捕获和磁分离后,反应后的dsRP与PAR聚合物一同被分离出来。随后,添加发夹结构会同时触发dsRP两端的悬挂式触发序列,从而实现双向HCR反应。接着,Cas12a蛋白和CRISPR RNA(crRNA)复合物会特异性识别HCR产物中的重复双链DNA(dsDNA)序列,生成多个连续的三元复合物。这些激活的CRISPR/Cas12a系统协同作用,切割报告分子,从而增强荧光信号。通过这种包含双向HCR和CRISPR/Cas12a级联的两阶段放大策略,实现了对PARP1的灵敏检测,检测限(LOD)达到2.5×10^-5 U/mL,同时具有满意的特异性、精确度和准确性。此外,使用两种抗癌药物进行了抑制剂检测,并成功地在多种癌细胞提取物中定量了PARP1。总体而言,本研究介绍了一种新型的双向HCR策略,用于CRISPR/Cas12a的激活,为PARP1的检测提供了一种灵敏的方法,对癌症诊断、抑制剂筛选和药物发现具有重要的应用前景。

引言

聚(ADP-核糖)聚合酶(PARPs)是一类参与DNA修复和细胞信号传导的18种酶[1],[2]。PARPs最早于1963年被发现,包括PARP1和PARP-2等成员[3]。PARP1主要定位于真核细胞核内,催化NAD+分子中的ADP-核糖基团转移到自身或其他底物蛋白上,形成长的分支状聚(ADP-核糖)(PAR)聚合物[4],[5]。这些催化产物在多种细胞过程中起关键作用,如转录调控、细胞分化和细胞凋亡[6]。作为普遍存在的核蛋白,PARP1还在DNA代谢、基因表达、DNA修复、染色体维持和染色质重塑等多个方面发挥重要作用[7]。越来越多的证据表明,PARP1的功能或活性异常与多种疾病相关,如癌症、HIV感染、糖尿病和炎症性疾病[8],[9]。值得注意的是,在肺癌、乳腺癌和卵巢癌细胞中PARP1的活性显著升高[9],[10],[11]。因此,PARP1被视为癌症诊断和治疗的宝贵生物标志物。因此,灵敏、特异性和快速检测PARP1对于生物医学研究、早期临床诊断和治疗干预至关重要。
传统的PARP1检测方法包括放射性检测[12]、裂解荧光素酶互补检测[13]和酶联免疫吸附测定(ELISA)[14]。然而,这些方法存在一些固有的局限性。例如,放射性检测存在放射性污染和生物安全风险;裂解荧光素酶互补检测需要耗时的化学衍生化步骤;而ELISA依赖昂贵的抗体。此外,还开发了利用无机纳米材料(如二氧化锰(MnO2)纳米片[15]和金纳米棒(AuNRs)[16]的新方法进行PARP1检测。这些方法依赖于纳米材料与PARP1活性产物(PAR聚合物)之间的相互作用产生的信号。这种相互作用通过非共价静电力实现,但结合亲和力较弱,从而影响PARP1识别的准确性[17]。此外,还采用了电化学技术进行PARP1检测[18],[19],[20],但它们受到灵敏度低、动态范围窄以及需要在电极表面固定特定双链DNA的局限性的影响,这一过程耗时较长。最近,张氏团队将DNA扩增策略整合到PARP1检测中[17],提供了一种简单且灵敏的检测方法。
规律间隔短回文重复序列(CRISPR)系统在原核生物中作为一种适应性免疫机制,能够抵抗噬菌体或质粒等外来遗传元素的入侵[21],[22]。CRISPR相关蛋白(CRISPR/Cas)在该系统中起核心作用,具有可编程性、可预测性和稳定性等优势[23]。基于这些特性,CRISPR/Cas蛋白已被广泛应用于分子诊断领域,包括生物标志物检测和原位成像等应用。例如,薛等人提出了一种基于CRISPR/Cas的数字检测方法,用于快速和超灵敏地检测病毒DNA/RNA[24];杨等人开发了一种近距保证的CRISPR/Cas系统,用于准确识别乳腺癌细胞外囊泡[25];Bagheri等人引入了一种响应输入的CRISPR/Cas系统用于传感应用[26]。在这些系统中,CRISPR/Cas蛋白的激活需要特定的目标单链或双链核苷酸序列。这种激活机制通常通过目标识别引发的链置换反应(SDRs)来实现。具体来说,当引入特定目标(如核酸、蛋白质或细胞外产物)时,会启动SDR反应,生成所需的靶向DNA序列以激活CRISPR/Cas蛋白。然而,这种机制通常只能激活一个CRISPR/Cas蛋白,限制了整体激活效率。
杂交链反应(HCR)是一种无需酶的扩增技术,通过两个发夹结构生成长的、序列重复的双链DNA聚合物[27],[28]。HCR产物满足CRISPR/Cas蛋白的激活要求,能够同时结合多个CRISPR/Cas蛋白,从而显著提高CRISPR/Cas系统的激活效率[29],[30]。在本研究中,开发了一种双向HCR激活的CRISPR/Cas12a级联系统用于检测PARP1。设计了一种双链识别探针(dsRP),其中包含PARP1的特异性识别位点和两个悬挂式触发序列以启动双向HCR。加入PARP1后,会形成生物素化的dsRP-PARP1-PAR聚合物复合物,可通过磁分离分离出来。随后,引入发夹结构H1和H2,从dsRP两端的悬挂式触发序列启动HCR反应,实现双向扩增并生成序列重复的双链DNA聚合物。值得注意的是,HCR产物可作为Cas12a蛋白的靶序列,从而形成高效的CRISPR/Cas12a级联系统,促进报告分子的切割。该方法背景信号低,灵敏度高,PARP1的检测限(LOD)达到2.5×10^-5 U/mL,比单向HCR激活的CRISPR/Cas12a系统低两个数量级。此外,还进行了抑制剂检测,并成功监测了多种肿瘤细胞系中的PARP1活性。本研究的优势在于开发了一种新型的双向HCR激活CRISPR/Cas12a策略,这在之前的研究中尚未报道。实验结果表明,这种双向方法在信号放大和灵敏度方面具有显著优势。此外,该策略成功应用于PARP1的检测,拓宽了其应用范围,为实际样本中的PARP1检测提供了一种可靠的新方法。因此,这种方法提供了一种灵敏且高效的CRISPR/Cas激活策略,具有重要的应用潜力,适用于PARP1检测及相关分子诊断、抑制剂筛选和活性监测。

双链识别探针(dsRP)的制备

PARP1的dsRP是通过退火过程制备的,涉及两个寡核苷酸序列L1和L2。首先,将L1和L2的冻干粉末分别溶解在TE缓冲液(10 mM Tris, 1.0 mM Na2EDTA, pH 8.0)中,得到浓度为100 μM的储备溶液。然后通过用TE缓冲液稀释这些储备溶液来制备工作溶液。接下来,将10 μL的L1和10 μL的L2(浓度均为10 μM)与80 μL的TAE/Mg缓冲液(40 mM Tris)混合。

用于PARP1检测的双向HCR激活CRISPR/Cas12级联的操作原理

PARP1检测的双向HCR激活CRISPR/Cas12a级联的原理如图1所示。检测过程包括四个主要阶段:(1)dsRP诱导的PARP1自聚(ADP-核糖)化反应,生成长的分支状生物素化聚(ADP-核糖)(PAR)聚合物。具体来说,在PARP1存在下,PARP1与dsRP结合,形成PARP1/dsRP复合物并激活PARP1。

结论

总结来说,我们提出了一种新型的双向HCR激活CRISPR/Cas12a级联系统用于检测PARP1。该系统采用两阶段信号放大策略:首先是PARP1诱导的双向HCR反应,随后是由HCR产物激活的CRISPR/Cas12a切割,共同促进信号增强。此外,还加入了磁分离步骤以减少背景噪声。这些综合特性使得PARP1的检测成为可能。

CRediT作者贡献声明

于学琦:数据分析。赵新艺:写作、审稿与编辑、数据管理。于文辉:验证、软件处理。魏莉:初稿撰写、方法设计、实验实施、资金获取、概念构思。朱青:数据管理。

利益冲突声明

作者声明没有已知的财务利益冲突或个人关系可能影响本文的研究结果。

致谢

本研究得到了国家自然科学基金(编号:82403694)、山东省自然科学基金(编号:ZR2024QH631)以及山东省高等教育“青创”科技计划(编号:2025KJJ053)的支持。
魏莉于2018年在山东大学获得药物分析博士学位。目前她在山东大学药学院担任教授职务,主要从事荧光生物传感器和DNA纳米机器的研发与应用研究。

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