作者：Ayushi Chhabra, Sheeba Rizvi, Sudhir Kumar, Anjali Tripathi, Rakesh K. Tyagi
印度新德里贾瓦哈拉尔·尼赫鲁大学分子医学研究中心，邮编110067
摘要
目的
雌激素受体（ERα和ERβ）是细胞内的转录因子，在与雌激素结合时调节基因表达。尽管它们在细胞功能及疾病发生中的作用已有较为充分的文献记载，但它们与有丝分裂染色质的相互作用（特别是在“有丝分裂标记”过程中的作用）仍很大程度上尚未被探索。本研究揭示了ERα和ERβ在有丝分裂过程中保持与染色质结合的独特机制，强调了ER与染色质结合的结构和功能决定因素。此外，我们还评估了不同调节配体如何影响有丝分裂期间的ER-染色质相互作用，这对内分泌治疗具有潜在意义。
材料与方法
本研究主要采用活细胞成像、染色质免疫沉淀实验和定点突变技术进行。
主要发现
我们发现ERα通过与核定位信号中的关键RK氨基酸序列结合，以配体依赖的方式与染色质结合。相反，ERβ在没有配体参与的情况下也能持续与有丝分裂染色质结合。此外，ERβ通过异二聚体相互作用影响ERα与染色质的结合。不同的调节配体对ER与染色质的相互作用具有不同的影响：激动剂能增强ERα与染色质的结合，而拮抗剂则不会。只有选择性雌激素受体调节剂（SERMs）能够调节ERβ与有丝分裂染色质的持续结合。ChIP结果显示，17β-雌二醇结合的ERα和未结合配体的ERβ在有丝分裂期间会与目标基因启动子结合，这表明它们可能在有丝分裂标记过程中发挥作用。
意义
本研究加深了我们对雌激素受体介导的表观遗传调控机制的理解，并为评估与雌激素受体相关的疾病状态及改进内分泌治疗策略提供了框架。
引言
雌激素通常通过与多种组织中的雌激素受体（ERs）结合来发挥其生物学作用，包括子宫、卵巢、乳腺、结肠和肝脏[1]。雌激素通过两条主要途径调节细胞功能：基因组途径和非基因组途径[2]。在基因组途径中，雌激素通过核内ERs发挥作用；而在非基因组途径中，雌激素主要通过与质膜上的G蛋白偶联雌激素受体（GPER）相互作用来发挥作用[3]。核内ERs作为转录因子，依赖配体通过与雌激素响应元件（EREs）的相互作用来调节基因表达。雌激素受体主要有两种类型：α型和β型（分别为ERα和ERβ），两者都属于类固醇/核受体（NR）超家族[1]。ERα和ERβ分别由ESR1和ESR2基因编码[4]。
ERα最早由Elwood Jensen在20世纪60年代发现[5]，主要表达于乳腺、子宫、卵巢、骨骼、男性生殖器官（睾丸和附睾）、前列腺（间质）以及脂肪组织[6]。ERα在调节多种细胞生理过程（如细胞增殖、凋亡和分化）中起着关键作用[7][8]。相比之下，ERβ广泛表达于前列腺（上皮细胞）、中枢神经系统、心血管系统、膀胱、卵巢、结肠和脂肪组织以及免疫系统[8][9][10]。然而，在多种病理条件下，它们的细胞功能可能会受到影响。
ERα在多种癌症的发生和发展中起着重要作用。1999年的一项研究表明，ERα在乳腺发育过程中具有促进细胞增殖和分化的作用[3]。在大约75%的乳腺癌组织中，ERα的表达上调与肿瘤进展相关，而在健康组织中这一比例约为10%[11]。然而，ERβ在乳腺癌中的作用仍存在争议或尚未明确[11]。体外实验表明，ERβ的过表达可以抑制肿瘤细胞增殖、促进细胞凋亡，并增强乳腺癌细胞对化疗的敏感性[3]。此外，ERβ还通过异二聚化抑制ERα介导的基因表达，从而可能具有保护作用[3]。此外，ERα/β也被发现与多种病理过程的进展有关，包括卵巢癌、骨质疏松症、肺癌和神经退行性疾病[12]。
从结构上看，ERα/β由六个功能域组成：N端域（NTD；A/B）通过激活功能-1（AF-1）参与基本的转录激活；DNA结合域（DBD；C）与DNA响应元件结合；铰链域（HD；D）将DBD与配体结合域连接起来；配体结合域（LBD；E/F）支持配体结合并通过AF-2参与转录调控[11]。当雌激素与ER-LBD结合时，会导致其构象变化，特别是第12个螺旋结构的变化，从而促进共激活因子的招募[11][13]。形成的复合物随后会与E2响应基因启动子上的雌激素响应元件（EREs）结合，以控制基因表达[14]。值得注意的是，ERs还可以形成同源或异源二聚体，进入细胞核，并以配体独立的方式与EREs结合[15]。
有丝分裂是细胞周期中的一个关键阶段，确保遗传物质的精确分离和转录程序在细胞分裂过程中的忠实传递。进入M期后，有丝分裂染色体的特征性结构是染色质的浓缩和重组，同时转录活动被广泛抑制。尽管有丝分裂期间染色质高度浓缩，但染色质的可访问性得以维持，个别基因和调控元件仍会经历动态的、位点特异性的修饰[16][17]。此外，包括FOXA1、GATA1、ESRRB、OCT4和SOX2在内的多种谱系特异性转录因子（TFs）在有丝分裂期间会占据启动子和调控位点[18][19][20][21][22][23][24]。同时，作为配体调控的转录因子，NRs也被发现与有丝分裂染色质相关[25]。有趣的是，不同的NRs通过与有丝分裂染色质的多种方式结合：持续结合（如PXR、VDR、THRβ）、配体介导的结合（如AR）、伴侣介导的结合（如RXR）以及伴侣抑制的结合（如SHP）[25][26][27][28]。总体而言，假设多种转录因子（包括NRs）在有丝分裂期间会保留在染色质上，这种现象被称为“有丝分裂标记”[25]。鉴于一些有丝分裂标记因子也能结合非典型的可访问区域，ERα/β是否也具有类似的标记能力仍有待确定。在这方面，我们推测ERs可能与其他标记蛋白类似地与有丝分裂染色质相互作用，这种相互作用有助于后代细胞中ER特异性转录程序的快速重新激活[25][29]。
配体-受体相互作用对于调节受体介导的目标基因表达至关重要。先前的研究表明，AR与有丝分裂染色质的结合方式因配体的不同而有所差异[30]。激动剂促进染色质结合，而纯拮抗剂则不会，尽管它们能诱导核内转位[30][31]。有趣的是，AR和ERα都以同源二聚体的形式存在，并表现出类似的配体介导的有丝分裂标记行为[30]。尽管初步研究表明未结合配体的ERs仅部分与有丝分裂染色质结合[32]，但涉及ERs的结构决定因素以及在不同调节配体影响下ER-染色质结合特性的分子内/分子间相互作用的详细机制仍有待探索。
因此，本研究的主要研究问题包括：(i) ERα/β表现出哪些模式的染色质结合？(ii) 哪些结构决定因素决定了ER在有丝分裂期间与染色质的结合？(iii) 不同的配体是否以不同的方式促进和调节ERα和ERβ与有丝分裂染色质的结合？(iv) 受体-受体（ERα/β）之间的相互作用如何影响有丝分裂过程中的受体-染色质结合？通过分析细胞分裂过程中的受体行为，我们的研究旨在揭示ER的有丝分裂标记潜力。这些发现基于活细胞成像和染色质免疫沉淀（ChIP）实验得出。总体而言，这些发现不仅将为雌激素受体介导的表观遗传调控机制提供新的见解，还将有助于改进未来的内分泌治疗策略。
人类野生型ERα（pCMV-hERα）和人类野生型ERβ（pcDNA Flag-ERβ）质粒分别由Elizabeth Wilson（Addgene质粒#101141；
http://n2t.net/addgene:101141;，RRID: Addgene_101141）和Harish Srinivas（Addgene质粒#35562；
http://n2t.net/addgene:35562;，RRID: Addgene_35562）慷慨提供[33][34]。RFP-ERα质粒已存在于实验室中[35]，并作为模板用于构建红色荧光蛋白（mCherry）标记的ERα。
ERα和ERβ在有丝分裂过程中与染色质的相互作用方式不同
已知ER存在两种异构体：ERα（NR3A1）和ERβ（NR3A2），它们各自具有不同的生理功能，分别由ESR1和ESR2基因编码，在相同和不同组织中的表达水平也有所不同[40]。我们实验室的初步观察表明，ERα的配体诱导的有丝分裂染色质结合与其他一些同源二聚体NR（如AR）类似[30]。
雌激素受体（ERα和ERβ）在与雌激素结合后，作为NR超家族的成员发挥其转录功能。ERs影响许多细胞功能，包括在正常和异常生理条件下的生长、发育和细胞存活[41]。ERα尤其在多种癌症（尤其是乳腺癌）的发生和发展中起重要作用。相反，ERβ通过形成异二聚体抑制ERα驱动的细胞生长，并影响转录调控[...]
Ayushi Chhabra：撰写原始草稿、方法学设计、实验实施、数据分析、概念构建。
Sheeba Rizvi：撰写与编辑、可视化结果、验证、数据分析。
Sudhir Kumar：撰写与编辑、可视化结果、验证。
Anjali Tripathi：撰写与编辑、验证。
Rakesh K. Tyagi：撰写与编辑、可视化结果、项目监督、资源协调、方法学设计、实验实施、资金管理。
无。
本研究得到了RKT的研究资助，主要来自NASF（NASF-ABA-7006），部分来自DBT（项目编号BT/PR49942/CMD/150/131/2023）。AC和SR感谢UGC-JNU和DBT提供的博士奖学金。AT感谢UGC提供的博士奖学金。
