恶性肿瘤的化疗耐药性是当代癌症治疗中的一个核心挑战。紫杉醇（PTX）作为一种典型的微管稳定剂，被广泛用于治疗多种实体瘤，包括乳腺癌和卵巢癌。然而，其治疗效果经常因获得性耐药性的出现而受到削弱，最终有30-60%的患者会经历治疗失败和疾病复发[1],[2]。最近的研究发现，肿瘤细胞可以通过激活“保护性自噬”机制来逃避化疗诱导的凋亡[3],[4]。这种机制包括自噬体的上调，特别是通过加速自噬体与溶酶体的融合来有效降解PTX损伤的微管和功能失调的线粒体，从而维持细胞稳态并促进生存[5]。至关重要的是，溶酶体作为自噬途径中的最终降解器官，被认为是控制自噬从“保护性”转变为“杀伤性”的关键分子开关[6],[7]。然而，由于缺乏在活细胞和体内实时监测溶酶体活性的工具，PTX耐药过程中溶酶体功能的动态变化及其与细胞命运决策的定量关系仍不甚明了。
目前用于自噬监测的方法主要依赖于传统技术，如Western blotting、荧光蛋白标记或免疫染色。尽管这些方法应用广泛，但通常需要细胞固定或裂解，从而无法进行动态、连续的观察。此外，这些方法存在固有的局限性，包括通量低、操作繁琐以及时空分辨率受限[8],[9]。荧光成像以其非侵入性、高灵敏度和高时空分辨率的特点，为解决这些挑战提供了有希望的解决方案[10]。然而，现有的荧光探针受到其光学特性的限制：短的激发/发射波长导致组织穿透能力差和显著的光散射，而小的斯托克斯位移（通常<100纳米）会导致激发光重新吸收和光谱串扰，从而限制了信噪比以及在复杂生物系统中的多参数分析能力，尤其是在体内成像时[11],[12]。因此，开发具有近红外发射、超大斯托克斯位移和特异性靶向能力的新探针已成为实现精确自噬可视化并推进耐药机制研究的迫切需求。
为了克服这一技术瓶颈，我们合理设计并合成了一种高性能的近红外荧光探针Lyso-WY-Vis，利用了激发态分子内质子转移（ESIPT）的光物理机制。Lyso-WY-Vis的分子设计整合了几个创新特性：其核心荧光团通过ESIPT诱导的结构调节，实现了695纳米的近红外发射和高达275纳米的显著斯托克斯位移。与之前报道的探针相比，Lyso-WY-Vis在光物理性质和实际应用性方面具有多重优势，详见表S1。这种设计有效减少了内源性自荧光的干扰，从而提高了体内成像的组织穿透深度和信噪比。加入的粘度敏感分子旋转单元（异黄酮-丙烯腈）[13]提高了对微环境粘度变化的荧光响应特异性。此外，吗啉基靶向基团的存在使得在酸性溶酶体pH下能够发生质子化，通过静电相互作用实现溶酶体内的精确定位。这有助于将溶酶体的代谢过程和功能状态（例如粘度变化）转化为可量化的荧光信号[14]。利用这种先进的探针，我们系统地研究了PTX压力下体外细胞模型（PTX敏感的4T1细胞和PTX耐药的4T1/PTX乳腺癌细胞）和体内小鼠异种移植模型中溶酶体功能的动态变化。我们的发现揭示了PTX触发的、由溶酶体介导的“保护性自噬”途径是驱动化疗耐药性的关键机制。此外，靶向抑制这一途径被证明可以有效逆转耐药表型并提高化疗敏感性。这项研究为克服PTX耐药性提供了新的视角和坚实的实验基础，为癌症研究中器官功能的动态监测提供了一个强大的化学生物学工具。
